叶绿素和类胡萝卜素测定

Arch. Biol. Sci., Belgrade, 57 (4), 283-290, 2005.

CHLOROPHYLL AND CAROTENOID CONTENT IN WHEAT CULTIVARS

AS A FUNCTION OF MINERAL NUTRITION

BILJANA BOJOVI?1and J. STOJANOVI?2

1Faculty of Science, Institute of Biology and Ecology, 34000 Kragujevac, Serbia and Montenegro 2Small Grains Research Center, ARI-Serbia, 34000 Kragujevac, Serbia and Montenegro

Abstract -Determination of chlorophyll content as an indirect method of estimating the productivity of vegetation rep-resents a good way to gain an understanding of the photosynthetic regime of plants. Physiological investigations of chlorophyll and carotenoid content in the uppermost internode of several wheat cultivars were carried out at the outset of the flowering phase. The dependence of chlorophyll and carotenoid content on the fertilization variant was established at that time. The tested wheat cultivars were grown under conditions of five fertilization variants. The content of chloro-phyll a, chlorophyll b,and total chlorophyll (Chl a+b) was measured and carotenoid content was determined on each variant. The results indicate that chlorophyll and carotenoid content depended on the presence and ratio of mineral ele-ments in the substrate. This is demonstrated by the variant with unfertilized soil, where chlorophyll and carotenoid con-tent in all cultivars was lowest. The variant of fertilization with N and P turned out to be most favorable. The next most favorable variant was the one with nitrogen alone, and it was followed by the variant with N and K.

UDC 633.1:631.811]:581.132

INTRODUCTION

Direct and indirect methods can be used to investigate primary organic production. Indirect methods are often used in practice for an approximate estimate of the value of organic production because it is fairly difficult to employ direct methods in plant communities. As indirect methods, it is possible to monitor and measure all phe-nomena and processes correlated with productivity (A r a n a y a et. al.2003; R a y n o l d s et al. 2000; K o f et al. 2004). Chlorophyll content is one of the indices of photosynthetic activity (L a r c h e r, 1995). It is of partic-ular significance to precision agriculture as on indicator of photosynthetic activity.

Leaf chlorophyll content varies within wide limits (from 0.05 to 0.30% of fresh matter). According to the majority of investigators, the ratio between chlorophylls a and b is 3:1. These values vary as a function of plant growth and development, the cultivar of plant in question and a number of environmental factors. The greatest chlorophyll content in plants occurs at the outset of the

flowering phase, and chlorophyll is believed to take part in the process of organoganesis (S i m o v a et al. 2001).

There is usually 4-5 mg of chlorophyll per unit of leaf surface. It should also be stressed that color of the leaves of certain cultivars and varieties is not always directly correlated with chlorophyll concentration.

Carotenoids have a very important role in photosyn-thesis. Biosynthesis of carotenoids in plants is a genetic characteristic, but environmental conditions also have an essential role.

Many authors have established that chlorophyll syn-thesis is dependent upon mineral nutrition. Mineral nutri-tion significantly affects the dynamics of leaf surface for-mation and the extent of leaf surface, which is reflected in the sum total of leaf surface, the photosynthetic poten-tial, and pure productivity of photosynthesis. Of all macrometabolic elements, the gretest influence on devel-opment of plants in general and their leaf surface is exert-ed by nitrogen, whose effect is enhanced by phosphorus and to a lesser extent by potassium.

283

Key words: Chlorophyll, carotenoid, wheat cultivars, mineral nutrition

BILJANA BOJOVI ? and J. STOJANOVI ?

Nitrogen concentration in green vegetation is related to chlorophyll content, and therefore indirectly to one of the basic plant physiological processes: photosynthesis (H a b o u d a n e , 2002; A m a l i o t i s et al . 2004;L e l y v e l d et al . 2004; C a b r e r a , 2004). Nitrogen is an essential element for plant growth and is frequently the major limiting nutrient in most agricultural soils (D a u g h t r y, 2000). Phosphorus is involved in many metabolic processes essential for normal growth, such as photosynthesis. This element exert influence on stability of the chlorophyll molecule. Potassium is also essential for photosynthesis because it activates many enzymes involved in this process (R a y T u c k e r , 2004).

MATERIALS AND METHODS

Complex physiological investigations were carried out on material taken from a test plot of the Small Grains Research Center in Kragujevac. Used as material in the present study were organs of the uppermost internode (terminal leaf, uppermost part of stem and spike) of five wheat cultivars. The cultivars investigated were as fol-lows: Lazarica, Studenica, Matica, KG 56 and KG 100.The material was collected in mid-May, at the outset of the flowering phase.

Experimental conditions

For analysis of chlorophyll content, samples were taken from five basic variants of soil fertilization (Table 1).

Each parcel was given the same amounts of potassi-um ammonium nitrate (27 %), superphosphate (18 or 45% P 2O 5) and potassium chloride (60 % KCl). Unfertil-ized soil belonged to the smonitza type in the process of degradation and had a weak acidic reaction with pH of 6.03 to 6.10 in water and 4.76 to 4.84 in KC1. The con-tent of total nitrogen ranged from 0.11 to 0.15 %, while

the levels of accessible phosphorus and potassium were

less than 1 and from 10.3 to 11.1 mg/100 g of soil respec-tively (J e l i ?, 1994).

Processing of material

The material was processed in the fresh state imme-diately after collection. After fine chopping, portions weighing 0.5 g were measured off on an analytical bal-ance. The measured-off material was then homogenized in a homogenizer with the addition of 10 ml of 80 % ace-tone. A primary acetone extract containing all chloroplast pigments was obtained in this way. The extract was then centrifuged at 2500 rpm for 5 min. Since the concentra-tion of pigments was in most cases too great for reading to be performed on a spectrophotometer, the obtained extract was diluted by adding 9 ml of 80% acetone per ml of extract. The extract produced in this way was subject-ed to reading on a spectrophotometer. Chlorophyll con-tent was calculated according to We l l b u r n (1994).

RESULTS

The content of chlorophyll a , that of chlorophyll b ,and total chlorophyll content were measured and the ratio of chlorophylls a and b determined in all five wheat cul-tivars as a function of mineral nutrition at the outset of flowering.

Chlorophyll content in the terminal leaf

Fig. 1 presents the results of measuring chlorophyll content in the terminal leaf of wheat. The content of chlorophyll a is significantly greater than that of chloro-phyll b on all variants of soil fertilization. The concentra-tion of chlorophyll b is virtually equal in all cultivars regardless of the fertilization variant and fluctuates around 0.5 mg/g. The concentration of chlorophyll a exhibits significantly greater variation in relation to pres-ence or absence of mineral elements in the soil. As was expected, the lowest chlorophyll content in all cultivars was recorded on unfertilized soil (where it did not exceed 1.5 mg/g). The greatest chlorophyll con-tent was measured on the soil fertilized with nitrogen and phosphorus (NP variant). The Lazarica, Studenica, and Matica cultivars had maximal values of chlorophyll con-centration on this soil (from 2.4 to 3.2 mg/g). Among the remaning fertilization variants, the N variant was the most favorable. On this variant, the KG 56 cultivar had

284Table 1. Treatments in a long-term fertilizer experiment: 0 - unfertilized soil; N -soil fertilized with nitrogen only; NPK - completely fertilized soil; NP - soil fer-tilized with nitrogen and phosphorus; NK - soil fertilized with nitrogen and potas-sium.

Fertilization Nutrition Elements [kg/h]variants N P 2O 5K 2O 0000N 15000NPK 15080100NP 150800NK

1500100

289 CONTENT IN WHEAT CULTIVARS AS A FUNCTION OF MINERAL NUTRITION

spike. The uppermost part of the stem is an auxiliary organ in the process of photosynthesis, owing to the pres-ence of chloroplasts in cells. However, this part has fewer chloroplasts than in leaves and (as expected) contains smaller amounts of chlorophyll and carotenoids. The main function of the spike lies in the fact that grains are formed and undergo ripening in it. However, the spike at the very outset flowering is green, which means that its cells contain chlorophyll. But the amount of chlorophyll in the spike is very small and does not exceed 0.4 mg/g.

The NP fertilization variant (soil to which nitrogen and phosphorus was added) was the most favorable vari-ant for leaf chlorophyll content. This is in keeping with published data indicating that nitrogen and phosphorus exert the greatest influence on chlorophyll content. Nitro-gen is a structural element of chlorophyll and protein molecules, and it thereby affects formation of chloroplas-ts and accumulation of chlorophyll in them (R a y T u c k e r, 2004; D a u g h t r y, 2000). The influence of phosphorus on formation of green pigments in the leaf depends primarily on its concentration. Phosphorus affects the stability of chlorophyll in plants, especially with the advent of unfavorable weather conditions in the fall. In some cultivars, the greatest chlorophyll content was measured in leaves of plants that grew on soil fertil-ized with nitrogen only. Even though nitrogen is the most important mineral element in the process of chlorophyll biosynthesis, adding nitrogen to the soil can have nega-tive as well as positive effects, since an excess of nitro-gen shortens the life of leaves, increases their sensitivity, and lowers their resistance to plant diseases, which leads to decrease of leaf chlorophyll content. The NK variant was unfavorable because chlorophyll content is known to increase in the presence of a phosphorus deficit. Phos-phorus deficiency inhibits plant growth and chlorophyll synthesis, which gives plants experiencing it a dark-green color. It is interesting that not one cultivar had high chlorophyll concentration on the NPK variant. This can be attributed to the fact that may be explain, Cl from KCl (which was added to the soil) can have negative effects on the photosynthetic apparatus in plants.

Thus, the content of chlorophyll content and levels of other leaf biochemical constituents can be used as indi-cators of crop stress under conditions of nutritional defi-ciencies (T e j a d a-Z a r c o, 2004). Such deficiencies leading to crop chlorosis can be allaviated through appli-cation of fertilizers, thereby improving yields and the final crop quality (C o r d e i r o et al.1995; C h o v a et al. 2000). Increase in the yield of wheat where mineral fertilizers are used primarily results from enlargement of the photosynthetic apparatus, increase in the rate of its formation, lengthening of the plants' lifetime, and increase of photosynthetic activity. Application of miner-al fertilizers also promotes better utilization of assimi-lates in metabolic and growth processes.

REFERENCES

Amaliotis, D., Therios, I., Karatissiou, M.(2004). Effect of nitrogen fertilization on growth, leaf nutrient concentration and photosyn-thesis in three peach cultivars.II International Symposium on Irrigation of Horticultural Crops. ISHS Acta Horticulturae449, 36-42.

Aranya, T., Pimnongkol, Camper, N. D.(2003). Photosynthetic activity of MSMA-resistant and susceptible common cocklebur.

Pesticide Biochemistry and Physiology76,46-54.

Cabrera,R. I.(2004).Evaluating yield and quality of roses with respect to nitrogen fertilization and leaf nitrogen status. XXV International Horticulturae Congress. Acta Horticulturae511.

Cecchin, I., Terezinha, F. F. (2004). Effect of nitrogen supply on growth and photosynthesis of sunflower plants grown in the greenhouse. Plant Science166,1379-1385.

Daughtry, C. S. T., Walthall, C. L. Kim, M. S., Brown de Colstoun, E., McMurtrey, J. E. (2000). Estimating corn leaf chlorophyll concentration from leaf and canopy reflectance. Remote Sensing of Environment74,229-239.

?oki?, D., Stojanovi?, J., Milovanovi?, M.(1999). Neke karakteri-stike vr?nog lista doma?ih sorti p?enice. XII Simpozijum Jugosl.

Dru?. za Fiziologiju biljaka,Novi Sad.

Evans, J. R.(1989). Photosynthesis and nitrogen relationship in leaves of C3plants, Oecologia78,9-19. Haboudane, D., Miller, J. R., Tremblay, N., Zarco-Tejada, P. J., Dextraze, L.(2002). Intergrated narrow-band vegetation indices for prediction of crop chlorophyll content for application to preci-sion agriculture. Remote Sensing of Environment81,416-425.

Jeli?, M., Kosti?, M.(1994): Iskori??avanje azota, fosfora i kaliju-ma i njihov balans u dugotrajnom ogledu sa ?ubrenjem.

Savremena poljoprivreda42,27-31.

Kof, E: M., Oorzhak, A. S., Vinogradova, I. A., Kelibernaya, Z. V., Krendeleva, T. E., Kukarskikh, Z.V., Kondykov, I. V., Chuvasheva, E. S.(2004). Leaf morphology pigment complex, and productivity in wild type and alpha Pea genotypes. Russian Journal of Plant Physiology51,449-454.

Larcher, W.(1995). Physiological plant ecology. In: Ecophysiology and Stress Physiology of Functional Groups, (3rd ed.). Springer, New York, 1-528.

Lelyveld, L. J., Smith, B. L., Frazer, C.(2004). Nitrogen fertiliza-tion of tea: Effect on chlorophyll and quality parameters of processed black tea. International Symposium on the Culture of Subtropical and Tropical Fruits and Crops, ISHS Acta Horticulturae 275,168-180.

BILJANA BOJOVI?et al. 290

Nemeth,T., Czatho, P., Arendas, T.(2000). New environmentally friendly wheat fertilizer advisory system for Hungary. In:Wheat in a Global Environment. (Eds. Z. Bedo and L. Lang). Kluwer Academic Publishers, 625-631.

Pepo, P. (2000). Variety specific fertilization in wheat production. In: Wheat in a Global Environment (Eds. Z. Bedo and L. Lang.).

Kluwer Academic Publishers, 639-645.

Raynolds, M. P., Delgado, M. I., Gutierrez-Rodriguez, M., Larque-Saavedra, A.(2000). Photosynthesis of wheat in a warm, irrigated environment. Field Crops Research66,37-50.

Ray Tucker, M.(2004). Primary nutrients and plant growth, In: Essential Plant Nutrients, North Carolina Department of Agriculture.

Sang et al.(2003). Changes in photosynthetic efficiency and

carotenoid composition in leaves of white clover at different deve-lopment stages. Plant Physiology and Biochemistry41, 887-893.

Simova-Stoilova, Lj., Stoyanova, Z., Demirevska-Kepova, K.

(2001). Ontogenic changes in leaf pigments, total soluble protein and Rubisco in two barley varieties in relation to yield. Bulg. J.

Plant Physiology27(1-2), 15-24. Tejada-Zarco, P. J., Miller, J. R., Morales, A., Berjon, A., Aguera, J.

(2004). Hyperspectral indices and simulation models for chloro phyll estimation in open-canopy tree crops. Remote Sensing of Environment90,463-476.

Wellburn, A. R.(1994). The special determination of chlorophylls a and

b as well as total carotenoids using various solvents with spec-

trophotometers of different resolution. Journal of Plant Physiology 144,307-313.

САДРЖА?ХЛОРОФИЛАИКАРОТЕНОИДАКОДПШЕНИЦЕУЗАВИСНОСТИОДМИНЕРАЛНЕИСХРАНЕ

Одре?ива?есадржа?ахлорофила, као. ?еднаодиндиректнихметодазаоценуби?непродукци?е,представ?адобарпутзаразумева?ефотосинтетичкогрежимаби?ака.

Физиолошкаистражива?асадржа?ахлорофилаикаротеноидауорганимавршнеинтерноди?екодпетсортипшеницеобав?енасууфазицвета?а. Томприликомутвр?ивана?езависностсадржа?ахлорофилаикаротеноидаодвари?анте?убре?азем?ишта, односноодминералнеисхране.Испитиванесортесуга?ененапетвари?анти?убре?а,причему?енасвако?вари?антимеренсадржа?хлорфилаa, хлорофилаb, укупногхлорофилаисадржа?каротеноида. Испитива?емсубилиобухва?енитерминалнилист, вршнидеостаблаиклас.

Резултатиистражива?асупоказалида?есадржа?хлорофилаикаротеноидазнача?нозависиоодприсустваиме?усобногодносахран?ивихелеменатауподлози. Доказзато?ене?убрено(контролно)зем?иште, накоме?есадржа?фотосинтетичкихпигменатабиона?ма?и. На?пово?ни?а?ебилавари?анта?убре?аазотомифосфором, нако?о??еве?инасортиималана?ве?исадржа?хлорофила,затимвари?анта?убре?асамоазотом, аондавари?антако?о??е?убре?емдодаваназотикали?ум.Интересантно?едапотпуно?убренавари?антазем?ишта(NPK), супротноочекива?имани?еиспо?илаве?иефекатнасадржа?фотосинтетичкихпигмената.

БО?ОВИ?БИ?АНА1i ?. СТО?АНОВИ?2

1Институтзабиологи?уиекологи?у, Природно-математичкифакултет, 34000 Крагу?евац, Срби?аиЦрнаГора

2Центарзастранажита, ARI-Srbija, 34000 Крагу?евац, Срби?аиЦрнаГора

植物叶绿素测定方法

叶绿素含量的测定 一、原理 根据叶绿体色素提取液对可见光谱的吸收，利用分光光度计在某一特定波长测定其吸光度，即可用公式计算出提取液中各色素的含量。根据朗伯—比尔定律，某有色溶液的吸光度A与其中溶质浓度C和液层厚度L成正比，即A＝αCL式中：α比例常数。当溶液浓度以百分浓度为单位，液层厚度为1cm时，α为该物质的吸光系数。各种有色物质溶液在不同波长下的吸光系数可通过测定已知浓度的纯物质在不同波长下的吸光度而求得。如果溶液中有数种吸光物质，则此混合液在某一波长下的总吸光度等于各组分在相应波长下吸光度的总和。这就是吸光度的加和性。今欲测定叶绿体色素混合提取液中叶绿素a、b和类胡萝卜素的含量，只需测定该提取液在三个特定波长下的吸光度A，并根据叶绿素a、b 及类胡萝卜素在该波长下的吸光系数即可求出其浓度。在测定叶绿素a、b时为了排除类胡萝卜素的干扰，所用单色光的波长选择叶绿素在红光区的最大吸收峰。 二、材料、仪器设备及试剂 （一）材料：新鲜（或烘干）的植物叶片。 （二）仪器设备：1）分光光度计；2）电子顶载天平（感量0.01g）；3）研钵；4）棕色容量瓶； 5）小漏斗；6）定量滤纸；7）吸水纸； 8）擦境纸；9）滴管。 （三）试剂：1）95%乙醇（或80%丙酮）（v丙酮：v乙醇=2：1的95%水溶液）；2）石英砂；3）碳酸钙粉。暗中2h，0.5g，25ml 三、实验步骤 1）取新鲜植物叶片（或其它绿色组织）或干材料，擦净组织表面污物，剪碎（去掉中脉），混匀。 2）称取剪碎的新鲜样品 0.2g ，共3份，分别放入研钵中，加少量石英砂和碳酸钙粉及2～3ml 95%乙醇，研成均浆，再加乙醇10ml，继续研磨至组织变白。静置3～5m 3）取滤纸1张，置漏斗中，用乙醇湿润，沿玻棒把提取液倒入漏斗中，过滤到25ml棕色容量瓶中，用少量乙醇冲洗研钵、研棒及残渣数次，最后连同残渣一起倒入漏斗中。 4）用滴管吸取乙醇，将滤纸上的叶绿体色素全部洗入容量瓶中。直至滤纸和残渣中无绿色为止。最后用乙醇定容至25ml，摇匀。 5）把叶绿体色素提取液倒入光径1cm的比色杯内，以95%乙醇为空白，在波长663nm 和645nm下测定吸光度。在波长663nm、645nm下或652nm测定吸光度。 四、实验结果计算 叶绿素a的含量 = 12.7 ? OD 663 – 2.69 ? OD 645 叶绿素a的含量 = 22.9 ? OD 645 – 4.86 ? OD 663 叶绿素a、b的总含量 = 8.02 ? OD 663 + 20.20 ? OD 645

胡萝卜粉中类胡萝卜素含量的快速测定

新疆农业科学2004，41（专刊）：103～105 Xinjiang Agricultural Sciences 胡萝卜粉中类胡萝卜素含量的快速测定 陈洁1，解晓霞2，庞咏梅2，丁海燕2，王先云3 （1.乌鲁木齐神内生物制品有限公司，新疆乌鲁木齐830001；2.新疆冠农天府果蔬食品有限责任公司，新疆库尔勒841000；3.乌鲁木齐市绿金啤酒花有限公司，新疆乌鲁木齐830001） 摘要：在GB12291-90的基础上，利用萃取剂（氯仿:甲醇（v/v）=2:1）对胡萝卜粉中的类胡萝卜素进行提取，并以萃取剂作为空白，确定其提取液的λmax为458nm。 关键词：胡萝卜粉；类胡萝卜素；快速测定 生产加工胡萝卜制品的企业多以胡萝卜浓缩汁、胡萝卜原浆及胡萝卜系列饮料为主，还有利用生产浓缩汁排出的废料—胡萝卜渣经烘干、磨粉而制得的胡萝卜粉制品。胡萝卜粉中富含了大量的类胡萝卜素、膳食纤维、果胶等物质，具有很高的经济价值。胡萝卜制品中的类胡萝卜素含量的高低成为评价该产品质量高低的重要指标之一。在检测该指标的众多方法中，多以层析法、色谱法居多，简易快速的方法很少，尤其是胡萝卜粉这类干制品，目前还没有完整的试验方法。实践工作中，依据GB/T12291-90的原理并借此基础，总结出一套快速、简易且较准确的方法以适宜生产检验的需要。 1材料与方法 !.!材料 胡萝卜粉（原料胡萝卜经破碎、榨汁后的湿渣再经烘干、磨粉制得，细度为80目过筛率大于60%）。!."仪器 723分光光度计、AE200电子分析天平、50ml具塞量筒（或具塞比色管）、直径为7.5cm的波纹漏斗、直径为12.5cm的快速滤纸、100ml棕色容量瓶、四孔漏斗架。 2检测方法 类胡萝卜素性状不稳定，见光易氧化分解，故操作时应避光。 ".!萃取 准确称取试样约0.2g（精确至0.1mg）于50ml具塞量筒中，以少量水浸润样品，待粉样被充分浸透、膨胀后，加入20ml萃取剂振摇数次，在振摇过程中注意旋盖放气，勿将样液溅出，于暗处放置2min 左右，取出再振摇1～2min，静置1min，待过滤。 将直径15cm的快速滤纸置于波纹漏斗中（滤纸应高出漏斗边沿1～2mm），先用少量萃取剂润湿滤纸，使之与漏斗紧密贴切，再用少量萃取剂清洗漏斗，弃去滤液。 将前述待过滤的萃取液转入漏斗（转移时，尽量将试样移入漏斗底部），随即用装有萃取剂的洗瓶快速洗涤具塞量筒3～4次至筒壁完全干净，并自上而下快速以螺旋状洗涤漏斗，致使试样全部集中于漏斗底部，盖上滤纸，待滤液完全滤干后，再用洗瓶洗涤样品，反复洗涤过滤数次（每次滤液完全滤净后再进行下一次的洗涤和过滤），直至被萃取的试样呈白色为止，全部滤液收集于棕色容量瓶中，以萃取剂定容至刻度，摇匀待比色。 "."波长 以萃取剂作空白，用1cm比色皿，在430～490nm波长内测定吸光值。以波长为横坐标，吸光值为纵坐标绘制标准曲线，以选择最大吸收峰。可见λ在456～458nm内吸光值达到最大，记录该波长下的吸光值A。图1 3组6个样品的试验结果及每一个样品所对应的标准曲线。表1

植物叶绿素类胡萝卜素测定方法

植物叶绿素类胡萝卜素测定方法 叶绿素、类胡萝卜素含量的测定 一、原理 根据叶绿体色素提取液对可见光谱的吸收，利用分光光度计在某一特定波长测定其吸光度，即可用公式计算出提取液中各色素的含量。根据朗伯—比尔定律，某有色溶液的吸光度A与其中溶质浓度C和液层厚度L成正比，即A,αCL式中:α比例常数。当溶液浓度以百分浓度为单位，液层厚度为1cm时，α为该物质的吸光系数。各种有色物质溶液在不同波长下的吸光系数可通过测定已知浓度的纯物质在不同波长下的吸光度而求得。如果溶液中有数种吸光物质，则此混合液在某一波长下的总吸光度等于各组分在相应波长下吸光度的总和。这就是吸光度的加和性。今欲测定叶绿体色素混合提取液中叶绿素a、b和类胡萝卜素的含量，只需测定该提取液在三个特定波长下的吸光度A，并根据叶绿素a、b及类胡萝卜素在该波长下的吸光系数即可求出其浓度。在测定叶绿素a、b时为了排除类胡萝卜素的干扰，所用单色光的波长选择叶绿素在红光区的最大吸收峰。 二、材料、仪器设备及试剂 (一)材料:新鲜(或烘干)的植物叶片。 (二)仪器设备:1)分光光度计;2)电子顶载天平(感量0.01g);3)研钵;4)棕色容量瓶; 5)小漏斗;6)定量滤纸;7)吸水纸; 8)擦境纸;9)滴管。 (三)试剂:1)95%乙醇(或80%丙酮)(v丙酮:v乙醇=2:1的95%水溶液);2)石英砂;3)碳酸钙粉。暗中2h，0.5g，25ml 三、实验步骤 1)取新鲜植物叶片(或其它绿色组织)或干材料，擦净组织表面污物，剪碎(去掉中脉)，混匀。

2)将取好的样品放入25ml容量瓶中，加混合浸提液(无水乙醇:丙酮 =5:5)20ml，放在黑暗条件下，浸泡至叶片发白，用浸提试剂定容至25ml，摇匀备用。 3)把叶绿体色素提取液倒入1cm光径的比色皿内，以浸提试剂为空白测定吸光度。选择波长663 646 和470nm。 四、实验结果计算 叶绿素a的浓度 = 12.21 ， OD– 2.81 ， OD 633 646 叶绿素b的浓度 = 20.13 ， OD– 5.03， OD646663 类胡萝卜素浓度=(1000A-3.27C-104C)?229 单位 mg/L 470ab C(mg/L)*提取液总量(ml) 叶绿体色素含量(mg/g)= ____________________________ 烟叶重量(g)*1000 注意事项:操作避光研磨时间短些

水果蔬菜汁类胡萝卜素含量的测定

水果、蔬菜汁类胡萝卜素含量的测定 1 主题内容与适用范围 本标准规定了水果、蔬菜汁中类胡萝卜素的分离提取方法及提取物中类胡萝卜素总量的测定方法。 本标准适用于水果、蔬菜汁中类胡萝卜素总量的测定。 2 原理 果蔬滤液通过溶剂萃取,分离提取类胡萝卜素,在特定波长下用分光光度法测其吸光度。该吸光度与类胡萝卜素含量成线性关系,通过换算即可得知类胡萝卜素之含量。 3 试剂和溶液 本标准所用试剂除特殊规定外,均使用符合国家标准的分析纯试剂,均采用蒸馏水。 3.1 石英砂(Q/HG 22--467)； 3.2 萃取剂,2/1(v/v)氯仿(GB 682)-甲醇(GB 683)混合。 4 仪器设备 4.1 抽滤器； 4.2 无灰分滤纸； 4.3 分液漏斗：250mL； 4.4 容量瓶,100mL； 4.5 移液管,20mL； 4.6 烧杯,50mL； 4.7 分光光度计,使用的测量波长为440±10nm。 5 分析步骤 注：由于类胡萝卜素本身性状的不稳定性,即见光易氧化分解,建议所有操作应避光进行。 5.1 试样的制备 5.1.1 液体样品：混合均匀后取样。 5.1.2 固体样品：捣碎机捣碎后,纱布挤汁。 5.2 用移液管吸取20mL样液置50mL烧杯中。 5.3 过滤：在烧杯(5.2)中加入3g石英砂,摇动后用布氏漏斗过滤(布氏漏斗预先铺有无灰滤纸,纸上铺有2g石英砂),然后再用5mL水冲洗滤渣3次。 5.4 萃取：在250mL的分液漏斗中倒入滤液(5.3),再加入20mL萃取剂(3.2),振摇后静置,收集下部分有机相,再用20mL萃取剂提取两次,将三次萃取所得有机相合并,用萃取剂定容为100mL。 注：对果胶含量大的果蔬,萃取时,将三次合并的有机相重新倒回原分液漏斗,继续用20mL萃取洗涤一次,然后用萃取剂定容至100mL。 5.5 测定：在440±10nm波长下测定提取液的最大吸光度A。 6 结果的计算和表示 类胡萝卜素总量用mg/L表示,按下式计算： 类胡萝卜素(mg/L)＝A×20 式中：A——测定的最大吸光度； 20——换算系数。 此计算公式是以公认的胡萝卜素分子平均吸收系数250为依据的。

类胡萝卜素的测定方法

类胡萝卜素的测定方法（高效液相色谱法） 本方法适用于各类食品中以羟基类胡萝卜素为主的多种类胡萝卜素的测定。 本方法最低检出量为：α-胡萝卜素为5ng/mL，β-胡萝卜素为 4.3ng/mL，γ-胡萝卜素为3.5ng/mL，番茄红素为2.7ng/mL，斑蝥黄素为1.0ng/mL。 1. 方法提要 样品以丙酮-石油醚（1+1体积比）混合溶剂反复萃取使类胡萝卜素与其他成分分离，在450nm 波长条件下进行HPLC分析检测，通过外标法计算各种类胡萝卜素的含量。 2. 仪器 （1）高效液相色谱仪。 （2）冷凝回流皂化装置。 （3）旋转蒸发仪。 （4）离心机（5000r/min）。 3. 试剂 本方法所使用试剂除特殊注明外，均为分析纯；所用水为重蒸馏水。 （1）丙酮-石油醚（1+1体积比）混合溶剂：取相同体积的丙酮、石油醚混匀。 （2）50% KOH甲醇-水溶液：称取250g氢氧化钾，用50mL适量水溶解后，用甲醇定容至500mL容量瓶，备用。 （3）无水硫酸钠（Na-2SO4）。 （4）二丁基羟基甲苯（BHT）。 （5）无水乙醇（C2H5OH）。 （6）流动相使用液：按乙腈+二氯甲烷+甲醇（85+10+5）比例准确量取各溶剂，并充分混匀，经.45μm微孔膜过滤后使用。 （7）类胡萝卜素标样：α-胡萝卜素、β-胡萝卜素、γ-胡萝卜素、番茄红素、斑蝥黄素。（8）标准溶液：准确称取α-胡萝卜素、β-胡萝卜素、γ-胡萝卜素、番茄红素、斑蝥黄素一定量，先分别用少量的乙酸乙酯溶解，再用甲醇配制成60~80ng/L的标准储备液（于-30℃冻箱保存），使用时再配成3.5~16.5mg/L的标准使用液。 4. 测定步骤 （1）样品处理： a. 皂化提取法（如牛奶等脂肪含量较高的样品）：取250L鲜牛奶于2℃、5000r/min冷冻离心30min，取上层油脂于250mL皂化瓶中，加入50mL乙醇、40mL 50% KOH甲醇溶液、0.1g BHT，65~75℃回流皂化30min，用石油醚反复提取皂化液，多次水洗至中性后用无水硫酸钠脱水，定容至25mL容量瓶中，备用。 b. 直接提取法（如番茄等脂肪含量较低的样品）：适量新鲜成熟番茄匀浆后称取5~10mg于小烧杯中，加入0.1g BHT，用丙酮-石油醚（1+1体积比）混合溶剂提取3次，合并、收集

叶绿体色素的提取分离理化性质和叶绿素含量的测定

实验报告 植物生理学及实验（甲）实验类型：课程 名称：实验名称：叶绿体色素的提取、分离、理化性质和叶 绿素含量的测定姓名：专业：学 号：指导老师：同组学生姓名： 实验日期：实验地点： 二、实验内容和原理一、实验目的和要求装 四、操作方法与实验步骤三、主要仪器设备订 六、实验结果与分析五、实验数据记录和处理 七、讨论、心得一、实验目的和要求、掌握植物中叶绿体色素的分离和 性质鉴定、定量分析的原理和方法。1 和b的方法及其计算。a2、熟悉在 未经分离的叶绿体色素溶液中测定叶绿素二、实验内容和原理以青菜为 材料，提取和分离叶绿体色素并进行理化性质测定和叶绿素含量分析。 原理如下：80%的乙醇或95%叶绿素和类胡萝卜素均不溶于水而溶于有机溶剂，1、常用的丙酮提取。、皂化反应。叶绿素是二羧酸酯，与强碱反应， 形成绿色的可溶性叶绿素2． 盐，就可与有机溶剂中的类胡萝卜素分开。- COOCHCOO3 Mg + 2KOH C32H30ON4Mg + 2KOH +CH3OH

HONC43230+C20H39OH 、3H+可依次被在酸性或加温条件下，叶-COOCOOCH39 20 绿素卟啉环中的Mg++取代反应。Mg2+, Cu2+ 取代Cu++取代形成褐色的去镁叶绿素和绿色的铜代叶绿素。(H+和H+ ) 取代(Zn2+) 绿色褐色 、叶绿素受光激发，可发出红色荧光，反射光下可见红色荧光。4645其中叶绿素吸收红光和兰紫光，红光区可用于定量分析，5、定量分析。 652可直接用于总量分析。663用于定量叶绿素a,b及总量，而和C最大吸收光谱不同的两个组分的混合液，它们的浓度根据朗伯-比尔定律， *k+C*kOD=Ca*k与吸光值之间有如下的关系： OD=Ca*k+C b2 1g/L和b的80查阅文献得，2b1 b1a1a2b时，比吸收系％丙酮溶液，当浓度为 叶绿素a 值如下。数k k 比吸收系数波长/nm b 叶绿素a 叶绿素 9.27 82.04 663 45.60 645 16.75

对β-胡萝卜素测定方法的认识

对 Β - 胡 萝 ` 卜 素 测 定 方 ^ 法 的 认 识 , 姓名：邹俊楠 班级：应用化学122班 ( 学院：化学工程学院

学校：新疆农业大学。 # ! >

{ 对β-胡萝卜素测定方法的认识 摘要：食品中的β-胡萝卜素可以用纸上层析法、薄层色谱法、分光光度法及高效液相色谱法等方法测定。本文简述了这些方法的原理条件及优缺点，并谈了谈自己的认识。 Β-胡萝卜素作为维生素A的前体，是人体重要营养素，也能够影响蛋白质的合成和利用，促进体内软组织的生长发育。同时，β-胡萝卜素还有一定的防癌作用。因此，对β-胡萝卜素的研究倍受广注。 β-胡萝卜素分子中存在多个共轭双键结构，对许多物理、化学、生物等因素都不稳定，例如光辐射、高温、酸、碱、游离卤素、水分等，但氧是影响胡萝卜素稳定的主要因素。它不溶于水、丙二醇、甘油、酸和碱，溶于二硫化碳、苯、氯仿、己烷及植物油等，几乎不溶于甲醇和乙醇。 、 1 测定方法 1·1 天然β-胡萝卜素的提取 取切碎混匀的菜样30g，加入适量水(一般约l：—2)，于捣碎机中捣碎，使匀浆呈稠糊状。 因β-胡萝卜素对弱碱比较稳定，所以选用氨水：乙醇（5:35）作

为稳定剂。稳定剂可以加快沉淀且使沉淀完全，从而减少β-胡萝卜素损失，提高提取率。 加入2%的CaCl2·2H2O其沉淀量最大，且β-胡萝卜素的含量最高。 % 因β-胡萝卜素是脂溶性物质，可以溶解在有机试剂中，根据相似相溶规律和β-胡萝卜素的理化性质，我们选用亲脂性较强的有机溶剂。 为避免β-胡萝卜素的不必要损失，在除去溶剂时应避免高温，故应优先选择低沸点的溶剂。 同时，根据β-胡萝卜素在不同溶剂中的溶解度；可以得出石油醚可以作为很好的β-胡萝卜素的溶剂。 因为蔬菜糊中含有大量的水分，直接选用石油醚很难从其中萃取β-胡萝卜素，选用水溶性的丙酮和石油醚的混合液萃取，这样丙酮会有效地使渣干燥因而在随后的萃取中，色素可以高效地进入萃取液，提高了萃取率。 故在萃取过程中，为了提高萃取率，应加入氨水：乙醇（5:35）作为稳定剂，2%的CaCl2·2H2O作为沉淀剂；用石油醚和丙酮混合物作为提取剂。 < 1·2 测定 1·2·1 纸层析法 食品中的胡萝卜素可用生物学鉴定、溶剂分配和层析技术测定。

植物叶绿素类胡萝卜素测定方法

植物叶绿素类胡萝卜素 测定方法 The manuscript was revised on the evening of 2021

叶绿素、类胡萝卜素含量的测定 一、原理 根据叶绿体色素提取液对可见光谱的吸收，利用分光光度计在某一特定波长测定其吸光度，即可用公式计算出提取液中各色素的含量。根据朗伯—比尔定律，某有色溶液的吸光度A与其中溶质浓度C和液层厚度L成正比，即A＝αCL式中：α比例常数。当溶液浓度以百分浓度为单位，液层厚度为1cm时，α为该物质的吸光系数。各种有色物质溶液在不同波长下的吸光系数可通过测定已知浓度的纯物质在不同波长下的吸光度而求得。如果溶液中有数种吸光物质，则此混合液在某一波长下的总吸光度等于各组分在相应波长下吸光度的总和。这就是吸光度的加和性。今欲测定叶绿体色素混合提取液中叶绿素a、b和类胡萝卜素的含量，只需测定该提取液在三个特定波长下的吸光度A，并根据叶绿素a、b及类胡萝卜素在该波长下的吸光系数即可求出其浓度。在测定叶绿素a、b时为了排除类胡萝卜素的干扰，所用单色光的波长选择叶绿素在红光区的最大吸收峰。 二、材料、仪器设备及试剂 （一）材料：新鲜（或烘干）的植物叶片。 （二）仪器设备：1）分光光度计；2）电子顶载天平（感量）；3）研钵；4）棕色容量瓶； 5）小漏斗；6）定量滤纸；7）吸水纸；8）擦境纸；9）滴管。 （三）试剂：1）95%乙醇（或80%丙酮）（v丙酮：v乙醇=2：1的95%水溶液）；2）石英砂；3）碳酸钙粉。暗中2h，，25ml 三、实验步骤 1）取新鲜植物叶片（或其它绿色组织）或干材料，擦净组织表面污物，剪碎（去掉中脉），混匀。 2)将取好的样品放入25ml容量瓶中，加混合浸提液（无水乙醇:丙酮=5:5）20ml，放在黑暗条件下，浸泡至叶片发白，用浸提试剂定容至25ml，摇匀备用。 3）把叶绿体色素提取液倒入1cm光径的比色皿内，以浸提试剂为空白测定吸光度。选择波长663 646 和470nm。

叶绿素含量的测定

叶绿素含量的测定 一.实验原理 根据叶绿体色素提取液对可见光谱的吸收，利用分光光度计在某一特定波长测定其吸光度，即可用公式计算出提取液中各色素的含量。 根据朗伯—比尔定律，某有色溶液的吸光度A与其中溶质浓度C和液层厚度L成正比，即A＝αCL.式中：α比例常数。当溶液浓度以百分浓度为单位，液层厚度为1cm时，α为该物质的吸光系数。各种有色物质溶液在不同波长下的吸光系数可通过测定已知浓度的纯物质在不同波长下的吸光度而求得。 如果溶液中有数种吸光物质，则此混合液在某一波长下的总吸光度等于各组分在相应波长下吸光度的总和。就是吸光度的加和性。如欲测定叶绿体色素混合提取液中叶绿素a、b和类胡萝卜素的含量，只需测定该提取液在三特定波长下的吸光度A，并根据叶绿素a、b 及类胡萝卜素在该波长下的吸光系数即可求出其浓度。在测定叶绿素a、b时为了排除类胡萝卜素的干扰，所用单色光的波长选择叶绿素在红光区的最大吸收峰。 植物叶绿素含量测定----丙酮提取法 高等植物光合作用过程中利用的光能是通过叶绿体色素(光合色素)吸收的。叶绿体色素由叶绿素a、叶绿素b、胡萝卜素和叶黄素组成。叶绿体色素的提取、分离和测定是研究它们的特性以及在光合中作用的第一步。叶片叶绿素含量与光合作用密切相关，是反眏叶片生理状态的重要指标。在植物光合生理、发育生理和抗性生理研究中经常需要测定叶绿素含量。叶绿素含量也是指导作物栽培生产和选育作物品种的重要指标。 ● 叶绿素不溶于水，溶于有机溶剂，可用多种有机溶剂，如丙酮、乙醇或二甲基亚砜等研磨提取或浸泡提取。叶绿色素在特定提取溶液中对特定波长的光有最大吸收，用分光光度计测定在该波长下叶绿素溶液的吸光度(也称为光密度)，再根据叶绿素在该波长下的吸收系数即可计算叶绿素含量。 ●利用分光光计测定叶绿素含量的依据是Lambert-Beer定律，即当一束单色光通过溶液时，溶液的吸光度与溶液的浓度和液层厚度的乘积成正比。其数学表达式为： ●A=Kbc 式中：A为吸光度；K为吸光系数；b为溶液的厚度；c为溶液浓度。 ●叶绿素a、b的丙酮溶液在可见光范围内的最大吸收峰分别位于663、645nm处。叶绿素a 和b在663nm处的吸光系数（当溶液厚度为1cm，叶绿素浓度为g·L-1时的吸光度）分别为82.04和9.27；在645nm处的吸光系数分别为16.75和45.60。根据Lambert-Beer定律,叶绿素溶液在663nm和645nm处的吸光度（A663和A645）与溶液中叶绿素a、b和总浓度（a+b）（Ca、Cb 、Ca十b，单位为g·L-1），的关系可分别用下列方程式表示： ●A663=82.04C a+9.27C b （1） ●A645=16.76C a+45.60C b（2） ●C a=12.7 A663—2.59 A645(3) ●C b=22.9 A645—4.67 A663 (4) ●C a十b＝20.3 A645—8.04 A663 (5) ●

(完整word版)叶绿素含量的测定

叶绿素含量的测定 一、原理 根据叶绿体色素提取液对可见光谱的吸收，利用分光光度计在某一特定波长测定其吸光度，即可用公式计算出提取液中各色素的含量。 根据朗伯—比尔定律，某有色溶液的吸光度A 与其中溶质浓度C 和液层厚度L 成正比，即A ＝αCL 式中：α比例常数。当溶液浓度以百分浓度为单位，液层厚度为1cm 时，α为该物质的吸光系数。各种有色物质溶液在不同波长下的吸光系数可通过测定已知浓度的纯物质在不同波长下的吸光度而求得。 如果溶液中有数种吸光物质，则此混合液在某一波长下的总吸光度等于各组分在相应波长下吸光度的总和。这就是吸光度的加和性。今欲测定叶绿体色素混合提取液中叶绿素a 、b 和类胡萝卜素的含量，只需测定该提取液在三个特定波长下的吸光度A ，并根据叶绿素a 、b 及类胡萝卜素在该波长下的吸光系数即可求出其浓度。在测定叶绿素a 、b 时为了排除类胡萝卜素的干扰，所用单色光的波长选择叶绿素在红光区的最大吸收峰。 已知叶绿素a 、叶绿素b 的80%丙酮溶液在红外区的最大吸收峰分别位于663、645nm 处。已知在波长663nm 下叶绿素a 、叶绿素b 在该溶液中的吸光系数的分别为82.04和9.27；在波长645nm 处的吸光系数分别为16.75和45.60。根据加和性原则列出以下关系式： A663=82.04Ca+9.27Cb （1） A645=16.76Ca+45.60Cb （2） 式（1） （2）A 663nm 和A645nm 为叶绿素溶液在663nm 和645nm 处的吸光度，C a C b 分别为叶绿素a 、叶绿素b 的浓度，以mg/L 为单位。 解方程（1） （2）组得 C a =12.72 A 663—2.59 A 645 (3) C b =22.88 A 645—4.67 A 663 (4) 将C a +C b 相加即得叶绿素总量C T C T ＝ C a 十C b ＝20.29A 645—8.05 A 663 (5) 从公式（3）、（4）、（5）可以看出，，就可计算出提取液中的叶绿素a 、b 浓度另外，由于叶绿素a 叶绿素b 在652nm 的吸收峰相交，两者有相同的吸光系数（均为30.5），也可以在此波长下测定一次吸光度（A 652）而求出叶绿素a 、叶绿素 b 总量 所测定材料的单位面积或单位重量的叶绿素含量可按下式进行计算： C T ＝ 5 .341000 652 A (6) 有叶绿素存在的条件下，用分光光度法可同时测出溶液中类胡萝卜素的含量。Licht-enthaler 等对Arnon 进行了修正，提出了 80%丙酮提取液中3种色素含量的计算公式： C a ＝12.21A 663—2.59 A 646 (7)

叶绿素测定方法

实验三十三叶绿素含量的测定(分光光度法) 根据朗伯-比尔（Lambert-Beer）定律，某有色溶液的吸光度A值与其中溶质浓度C以及光径L成正比，即A＝aCL（a为该物质的吸光系数）。各种有色物质溶液在不同波长下的吸光值可通过测定已知浓度的纯物质在不同波长下的吸光度而求得。如果溶液中有数种吸光物质，则此混合液在某一波长下的总吸光度等于各组分在相应波长下的吸光度的总和，这就是吸光度的加和性。今欲测定叶绿体色素提取液中叶绿素a、b含量，只需测定该提取液在2个特定波长下的吸光度度值，并根据叶绿素a与b在该波长下的吸光系数即可求出各自的浓度。在测定叶绿素a、b含量时，为了排除类胡萝卜素的干扰，所用单色光的波长应选择叶绿素在红光区的最大吸收峰。 已知叶绿素a、b的80％丙酮提取液在红光区的最大吸收峰分别为663nm和645nm，又知在波长663nm下，叶绿素a、b在该溶液中的比吸收系数分别为82.04和9.27，在波长645nm 下分别为16.75和45.60，可根据加和性原则列出以下关系式： A663=82.04Ca+9.27Cb (1) A645=16.75Ca+45.6Cb (2) 式中A663、A664分别为波长663nm和645nm处测定叶绿素溶液的吸光度值；Ca、Cb分别为叶绿素a、b的浓度(g/L)。 解联立方程(1)、(2)可得以下方程： Ca=0.0127A663-0.00269A645 (3) Cb=0.0229A645-0.00468A663 (4) 如把叶绿素含量单位由g/L改为mg/L，(3)、(4)式则可改写为： Ca(mg/L)=12.7A663-2.69A645 (5) Cb(mg/L)=22.9A645-4.68A663 (6) 叶绿素总量CT(mg/L)=Ca+Cb=20.2A645+8.02A663 (7) 叶绿素总量也可根据下式求导 A652=34.5×CT 由于652nm为叶绿素a与b在红光区吸收光谱曲线的交叉点(等吸收点)，两者有相同的比吸收系数（均为34.5），因此也可以在此波长下测定一次吸光度（A652）求出叶绿素总量：CT(g/L)=A652/34.5 CT(mg/L)=A652×1000/34.5 (8) 因此，可利用(5)、(6)式可分别计算叶绿素a与b含量，利用(7)式或(8)式可计算叶绿

类胡萝卜素的检验方法(中国螺旋藻联盟)

类胡萝卜素（以β-胡萝卜素计）的测定 A.1.1 原理 根据在碱性条件下，样品中其它色素及酯类可被皂化，可用水除去。不被皂化的总类胡萝卜素，可溶于乙醚中，通过测定其特征吸光度计算含量。 A.1.2 试剂 所用试剂均为分析纯试剂。 a）混合溶剂：正己烷、丙酮、乙醇、甲苯体积比为10:7:6:7。 b）乙醚 c) 40%KOH甲醇溶液：20克KOH溶于少量水中，用甲醇定容于50ml。 d）无水硫酸钠 A.1.3 仪器 分光光度计、恒温水浴锅。

A.1.4 操作方法 A.1.4.1 样品处理 称取0.03g至0.05g（精确至0.0001g）样品于50ml的比色管中，加35ml混合溶剂（a）和1ml40%KOH溶液（c），35℃恒温水浴并避光超声2小时，将浸泡提取液倒入250ml的分液漏斗中；在浸泡过的样品中加入25ml蒸馏水，轻轻摇荡、静置，合并以上提取液，加入乙醚（b）50ml萃取,并于萃取液中加入100ml蒸馏水，轻轻摇荡、静置，弃去下层溶液，重复洗涤至少两次，萃取液经过10g的无水硫酸钠（d），收集于100ml容量瓶中，用乙醚（b）定容至刻度线。 A.1.4.2 测定 以乙醚（b）作空白，用带塞的1cm玻璃比色皿在453.0nm处测定吸光度。 A.1.5 计算 类胡萝卜素含量（g/kg）＝A453.0×V×10 G×E 式中：A：波长为453.0nm处的吸光度； V：定容萃取溶液的体积，ml； G：样品重量（g）； E：总类胡萝卜素的吸光系数（2500）。 A.1.6 检验结果报告 保留两位有效数字。 本方法来源于《中国螺旋藻战略联盟食用螺旋藻行业标准》。

植物组织中叶绿素含量测定

植物组织中叶绿素含量测定 （无机及分析化学实验II-设计性实验） 一、实验目的 1．设计用分光光度计测定植物组织中的叶绿素 2. 学习利用文献资料设计研究方案 3. 掌握分光光度计测定植物组织中的叶绿素的原理与方法 二、原理： 叶绿素广泛存在于果蔬等绿色植物组织中，并在植物细胞中与蛋白质结合 成叶绿体。当植物细胞死亡后，叶绿素即游离出来，游离叶绿素很不稳定，对 光、热较敏感；在酸性条件下，叶绿素生成绿褐色的脱镁叶绿素，在稀碱液中 可水解成鲜绿色的叶绿酸盐以及叶绿醇和甲醇。高等植物中叶绿素有两种，均 易溶于乙醇、乙醚、酒精和氯仿。 叶绿素a 叶绿素b 叶绿素a、b在长波方面最大吸收峰分别位于663nm和645nm，且两吸 收曲线相交于652nm处。叶绿素a、b的比吸收系数K为已知，可在663nm和 645nm测定试样吸光度（两组份混合试样测定，双波长法），根据Lambert－

Beer定律，列出浓度c与吸光度A之间的关系式： A 663 ＝82.04c a＋9.27c b (1) A 645 ＝16.75c a＋45.6c b (2) （1）、（2）式中的A 663、A 645 为叶绿素溶液在波长663nm和645nm时的吸光度 度。 c a 、c b为叶绿素a、b的浓度，单位为g/L。 82.04、9.27为叶绿素a、b在波长663nm时的比吸收系数16.75、45.6为叶绿素a、b在波长645nm时的比吸收系数。解方程式（1）（2），则得经验公式： c a =12.7 A 663 -2.69 A 645 (3) c b =22.9 A 645 -4.68 A 663 (4) c T =（c a + c b）=20.2 A645+8.02 A663...... (5) 此时，c T为总叶绿素浓度，c a、c b为叶绿素a、b的浓度，单位为mg/L ，利用上面（3）（4）（5）式，即可以计算a、b总叶绿素的浓度。 仪器：分光光度计、电子天平、棕色容量瓶（如使用白玻容量瓶，可用报纸遮光）、小漏斗、滤纸 试剂：95%乙醇 三、实验步骤 1、试材的采集 采集新鲜植株叶片（或含叶绿素的其他组织），夹于双层报纸中，风干（不能置于太阳光下晒）。将风干材料处理成细小颗粒，装入封口塑料袋，避光保存。 2、待测液的制备 （1）叶绿素的浸提 精密称定风干后的样品（约0.1g）于20mL 95%乙醇中，在室温浸提36-48h。 （2）叶绿素浸提液定容

叶绿素含量测定方法(精)

叶绿素含量测定方法---丙酮法 由于微藻的生长周期比较复杂，包括无性繁殖阶段和有性繁殖阶段，其在不同阶段的生理形态不同，有时藻细胞会聚集在一起，以片状或团状形式存在，在显微镜下难以确定其所包含的细胞数量。 藻细胞中叶绿素的含量（特别是叶绿素a的含量）通常随与细胞的生长呈较好的线性关系，因此可通过测定藻细胞中叶绿素含量变化来反映微藻的生长情况。叶绿素测定采用丙酮研磨提取法。 取适量藻液于10 mL离心管中在4000 rpm转速下离心10 min，弃去上清液，藻泥中加入适量的100 %的丙酮。采用丙酮提取法时在试管研磨器中冰浴研磨5 min，4000 rpm离心后，上清液转入10 mL容量瓶中。按上述方法对藻体沉淀进行萃取，直至藻体沉淀呈白色为止。定容后，采用722S型可见分光光度计分别测定645 nm和663 nm下萃取液的吸光值，叶绿素含量用以下公式进行计算（Amon,1949）： 叶绿素a含量用以下公式进行计算： Chlorophyll a (mg/L) = (12.7×A663 nm－2.69×A645 nm)×稀释倍数 叶绿素b含量用以下公式进行计算： Chlorophyll b (mg/L) = (22.9×A645 nm－4.64×A663 nm)×稀释倍数 叶绿素总含量用以下公式进行计算： Chlorophyll a＋b (mg/L) = (20.2×A645 nm＋8.02×A663 nm)×稀释倍数 由于丙酮的沸点较低，较高温度下挥发很快。此外，叶绿素稳定性较差，见光易分解，因此，本实验中叶绿素的提取和测定均在低温黑暗条件下进行，以减少提取过程中的损失。 叶绿素提取方法 提取液：本试验用DMSO/80%丙酮(l/2，v/v)提取的叶绿素，谭桂英周百成底栖绿藻叶绿素的二甲基亚砜提取和测定法* 海洋与湖沼 1987 18（3）295--300. 一、直接浸提法： 1、准确量取10ml藻液,加到15ml离心管中，放在台式离心机离心，3500r/min （根据不同的藻选择不同那个的离心转速）离心5min倒上清；留藻泥。随后在盛有藻泥的离心管中加入蒸馏水，与藻泥混匀后再次离心，目的是除去藻细胞表面的盐份，此清洗过程重复三次。 2、往藻泥中加二甲基亚砜3.33ml，65℃水浴9h，20h； 3、然后离心，将上清转移到10ml棕色瓶中， 4、添加6.67ml80%丙酮到离心管中，混匀，离心，再将上清转移到10ml棕色瓶中。 5、定容，待测。

胡萝卜素含量测定

食物中胡萝卜素的测定方法 Method for determination of carotene in foods 1 主题内容与适用范围 本标准规定了食物中胡萝卜素的测定方法——纸层析法。 本标准适用于植物性食物和含有植物性食物的混合食物中胡萝卜素的测定，其最小检出限为0.11μg。 2 原理 以丙酮和石油醚提取食物中的胡萝卜素及其他植物色素，以石油醚为展开剂进行纸层析，胡萝卜素极性最小，移动速度最快，从而与其他色纱分离；剪下含胡萝卜素的区带，洗脱后于450nm波长下定量测定。 3 试剂 3.1 石油醚（沸程30～60℃）：同时是展开剂。 3.2 丙酮：分析纯。 3.3 丙酮-石油醚混合液：3：7（V/V）。 3.4 无水硫酸钠：分析纯。 3.5 5%硫酸钠溶液。 3.6 1：1氢氧化钾溶液：取50g氢氧化钾溶于50mL水。 3.7 无水乙醇：需经脱醛处理。 3.8 β-胡萝卜素标准溶液：取5mgβ-胡萝卜素标准品，溶于10mL三氯甲烷中，浓度约为500μg/mL，准确测其浓度。 取标准溶液10.0μL，加正己烷3.00mL，混匀，测吸光值，比色杯厚度1cm，以正己烷为空白，入射光波长450nm，平行测定三份，取均值。

计算公式： (1) 式中：X1——胡萝卜素标准溶液浓度，mg/mL； A——吸光值； E——β-胡萝卜素在正己烷溶液中，入射光波长450nm，比色杯厚度为1cm，溶液浓度为1ppm的吸光系数，为0.2638； ——将ppm,换算成mg/mL; ——测定过程中稀释倍数的换算。 3.9 β-胡萝卜素标准使用液：将已标定的标准液用石油醚准确稀释后，每毫升溶液相当50μg，避光保存于冰箱中。 4 仪器和设备 4.1 实验室常用设备。 4.2 玻璃层析缸。 4.3 分光光度计。 4.4旋转蒸发器：具150mL球形瓶。 4.5 恒温水浴锅。 4.6 皂化回馏装置。 4.7 点样器或微量注射器。 4.8 新华滤纸：定性，快速或中速，101号。 5 样品的采集和处理 5.1 粮食：样品用水洗三次，置60℃烤箱中烤干，磨粉，储于塑料瓶内，放一小包樟脑精，盖紧瓶塞保存，备用。

叶片叶绿素含量的测定

植物叶片中叶绿素含量测定----丙酮提取法 1、原理 叶绿素a、b在长波的最大吸收峰分别在663nm、645nm，据Lamber-Beer 定律，可得浓度C与光密度D间的关系式： D663= + D645= + (浓度单位：g/mL） 叶绿素a的浓度：Ca= – 叶绿素b的浓度：Cb= –D663 总叶绿素的浓度：Ct = + (浓度单位：mg/L） 2、试剂与材料 试剂： 丙酮、石英砂、碳酸钙 材料： 新鲜叶片。 仪器与器皿： 分光光度计、天平、剪刀、研钵、移液管、漏斗、大试管 3、实验步骤 称叶用丙酮研磨 ↓ 匀浆过滤（用80%丙酮洗研钵及残渣，合并滤液） ↓ 滤液用80%丙酮定容至25mL ↓ 适当稀释后测A645、A663 取样：称取剪碎的叶片（提供的样品即为剪碎后冻于-80℃的叶片）放入研钵中。注意取样时要避开大的叶脉。 研磨提取：向研钵中加入80%丙酮，以及少许（约）CaCO3 (中和酸性，防止叶绿素酯酶分解叶绿素) 和石英砂，研磨成匀浆，再加入3ml 80%丙酮，继续研磨至组织变白，在暗处静止3~5min后，用一层干滤纸过滤到25ml容量瓶中，用滴管吸取80%丙酮将研钵洗净，清洗液也要过滤到容量瓶中，并用80%丙酮沿滤纸的周围洗脱色素，待滤纸和残渣全部变白后，用80%丙酮定容至刻度。 读取吸光度：取厚度为lcm的洁净比色皿，注意不要用手接触比色皿的光面，先用少量色素提取液清洗2~3次，注意清洗时要使清洗液接触比色皿内壁的所有部分，然后将色素提取液倒入比色皿中，液面高度约为比色皿高度的4/5，将撒在比色皿外面的溶液用滤纸吸掉（注意不能擦），再用擦镜纸擦干擦净。将比色

叶绿素测定方法

叶绿素测定方法 一、方法选择 1、分光光度计法>荧光光度法>SPAD速测法，浸提比色法>萃取比色法，常温浸提比色 测定>高温速浸提比色法，如果时间条件允许，建议选择常温浸提比色法。 2、药品的选择，常用有机浸提叶绿素的试剂由甲醇、乙醇、丙酮，乙醇对身体的伤害 最小，丙酮最厉害，如果通风条件不是太好，建议选择乙醇;有机试剂混合液提取具有 协同优势，乙醇与丙酮的混合液比甲醇与丙酮的混合液(甲醇乙醇混合很少)浸提的要 完全，而且稳定，乙醇、丙酮、水的浸提效果次之，差异不显著;综上，如果能买到丙 酮的话，乙醇、丙酮以1:3的比例混合液提取最好，其次是乙醇、丙酮、水以4.5:4.5:1 的比例混合液，如果不想用丙酮，可以用95%的乙醇代替，但是与混合液比，提取效率 不高。 3、称样量，0.2g样品，选用20ml浸提液浸提，0.5g样品，选用50ml浸提液浸提。二、实验原理 分光光度法测定叶绿素(包括a\b\类胡萝卜素\总量) 含量的原理是，以有机溶剂在常温暗室直接提取样品中的叶绿素，测定其吸光度，根据叶绿素(包括a\b\类胡萝卜素\总量)在特定波长的吸收，用公式计算其含量。

三、器材 棕色容量瓶、721型分光光度计(751型分光光度计更好，越精确越好) 四、步骤 1、将叶片洗净，选取中间部分，称0.200克左右，并剪成2mm左右碎条 2、将样品放入容量瓶中，加入浸提液，定容，放在暗处26h左右 3、比色，如果仅仅测定叶绿素A\B总量，测定波长在665nm、649nm、652nm 处吸光 度即可，如果还测定类胡萝卜素含量，再测定处波长在470nm处的吸光度即可。目 前，不同的浸提液提取方法都是在这些波长下测定的。 4、每个实验样品重复三次，空白两次重复即可(本实验中空白意义不大) 五、计算 Ca=13.95*A665-6.88*A649 Cb= 24.96* A649-7.32* A665 C类胡萝卜素= (1000*A470-2.05* Ca -114.8* Cb)/245 C总= A652*50/(34.5*m) Ca 为叶绿素a的浓度 M 为称样量

植物类胡萝卜素含量检测试剂盒说明书 可见分光光度法

植物类胡萝卜素含量检测试剂盒说明书可见分光光度法 注意：正式测定之前选择2-3个预期差异大的样本做预测定。 货号:BC4330 规格:50T/48S 产品简介： 类胡萝卜素(carotenoid)是一类重要的天然色素的总称，普遍存在于动物、高等植物、真菌、藻类的黄色、橙红色或红色的色素之中。类胡萝卜素是体内维生素A的前体，同时还具有抗氧化、免疫调节、抗癌、减轻心血管疾病及着色剂等作用。 植物的类胡萝卜素存在于各种黄色质体或有色质体内；如黄叶，黄色花卉，黄色和红色的果实和黄色块根等组织，样本通过溶剂萃取，分离提取类胡萝卜素，在440±10nm处有特殊吸收峰。 大部分高等植物和藻类微生物的叶绿体内也含有类胡萝卜素，类胡萝卜素主要吸收蓝紫光，而叶绿素a 和叶绿素b既吸收红光又可吸收蓝紫光。所以针对含叶绿体的组织，为排除叶绿素a和叶绿素b对类胡萝卜素的干扰，根据经验公式先计算出叶绿素a和叶绿素b的含量，再进一步得出类胡萝卜素的含量；针对不含叶绿素的组织可以直接根据类胡萝卜素的经验消光系数进行计算 试验中所需的仪器和试剂： 可见分光光度计、台式离心机、1mL玻璃比色皿、天平、可调式移液枪、研钵/匀浆器、10mL离心管/试管、蒸馏水和丙酮。 产品内容： 提取液：自备，80%丙酮，即将丙酮:蒸馏水（V:V）=4:1混合待用。 试剂一：粉剂×1瓶，4℃保存。 操作步骤： 一、样本制备： 1、新鲜植物叶片（去掉中脉）或其他组织用蒸馏水洗干净，然后吸干表面水分，称取约0.1g，剪碎放入研钵或匀浆器中。 2、加入1mL蒸馏水，少量试剂一（约10mg），在黑暗或弱光条件下充分研磨，转入10mL离心管或

植物叶绿素类胡萝卜素测定方法

叶绿素、类胡萝卜素含量的测定 ??? 一、原理 ??? 根据叶绿体色素提取液对可见光谱的吸收，利用分光光度计在某一特定波长测定其吸光度，即可用公式计算出提取液中各色素的含量。根据朗伯—比尔定律，某有色溶液的吸光度A 与其中溶质浓度C 和液层厚度L 成正比，即A ＝αCL 式中：α比例常数。当溶液浓度以百分浓度为单位，液层厚度为1cm 时，α为该物质的吸光系数。各种有色物质溶液在不同波长下的吸光系数可通过测定已知浓度的纯物质在不同波长下的吸光度而求得。如果溶液中有数种吸光物质，则此混合液在某一波长下的总吸光度等于各组分在相应波长下吸光度的总和。这就是吸光度的加和性。今欲测定叶绿体色素混合提取液中叶绿素a 、b 和类胡萝卜素的含量，只需测定该提取液在三个特定波长下的吸光度A ，并根据叶绿素a 、b 及类胡萝卜素在该波长下的吸光系数即可求出其浓度。在测定叶绿素a 、b 时为了排除类胡萝卜素的干扰，所用单色光的波长选择叶绿素在红光区的最大吸收峰。 ???? 二、材料、仪器设备及试剂 ??? （一）材料：新鲜（或烘干）的植物叶片。 ??? （二）仪器设备：1）分光光度计；2）电子顶载天平（感量0.01g ）；3）研钵；4）棕色容量瓶；? 5）小漏斗；6）定量滤纸；7）吸水纸； 8）擦境纸；9）滴管。 ??? （三）试剂：1）95%乙醇（或80%丙酮）（v 丙酮：v 乙醇=2：1的95%水溶液）；2）石英砂；3）碳酸钙粉。 暗中2h ，0.5g ，25ml ??? 三、实验步骤 ??1）取新鲜植物叶片（或其它绿色组织）或干材料，擦净组织表面污物，剪碎（去掉中脉），混匀。 ??2)将取好的样品放入25ml 容量瓶中，加混合浸提液（无水乙醇:丙酮=5:5）20ml ，放在黑暗条件下，浸泡至叶片发白，用浸提试剂定容至25ml ，摇匀备用。 3）把叶绿体色素提取液倒入1cm 光径的比色皿内，以浸提试剂为空白测定吸光度。选择波长663 646 和470nm 。 ??? 四、实验结果计算 叶绿素a 的浓度 = 12.21 ? OD 633 – 2.81 ? OD 646