最新实验动物的给药方法

实验动物的给药方法

在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。

（一）注射给药法

1. 皮下注射

注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。

①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；

②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；

③兔在背部或耳根部注射；

④蛙可在脊背部淋巴囊注射；

⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。

2. 皮内注射

此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。

方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

3. 肌肉注射

当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。

注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。

4. 腹腔注射

先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。

5. 静脉注射

是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。

①小鼠、大鼠的静脉注射：

常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，尽量从尾的末端开始。一次的注射量为每10g体重0.1～0.2ml。

②豚鼠的静脉注射：

一般采用前肢皮下头静脉。鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别注意。

③兔的静脉注射：

一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。

④狗的静脉注射：

狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。注射部位除毛后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入。

6. 淋巴囊注射

蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。

（二）经口给药法

1. 口服法：

口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。

此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。

2. 灌胃法：

在急性实验中，多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。

①鼠类的灌胃法：

用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。一般灌胃针插入小鼠深度为3～4cm，大鼠或豚鼠为4～6c m。常用灌胃量小鼠为0.2～1ml，大鼠1～4ml，豚鼠1～5ml。

②狗、兔的灌胃法：

先将动物固定，再将开口器的小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插。插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入。灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器。一次灌胃能耐受的最大容积兔为80～100ml，狗为200 ～250ml。

（三）其它途径给药方法

1. 呼吸道给药：

呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。

2. 皮肤给药：

为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。

3. 脊髓腔内给药：

此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。

4. 脑内给药：

此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。

5. 直肠内给药：

此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时，常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。

6. 关节腔内给药：

此法常用于关节炎的动物模型复制。

大鼠给药方法

一、大鼠灌胃

大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。

大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。

大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。

大鼠一般灌胃量为1ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2ml是可以的。大鼠的灌胃给药体积一般为5～10ml/kg。但是药物的浓度是需要自己按照动物实验方法学的方法进行换算：200g大鼠对应70kg人的折算系数为0.018。

二、大鼠腹腔注射

腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。

大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。

1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器，配合5.5～7号针头。

2.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。

3.尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。

4.大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。

三、大鼠尾静脉注射

这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。但是可以肯定的说，只要掌握了方法，大鼠的尾静脉注射还是很容易的。总的来说，大小鼠的尾静脉注射难度相当，熟练后，大鼠应该比小鼠注射更容易，因为大鼠的尾巴较粗，而且血管也较粗，进针的手感比较好找。但是大鼠年龄增大后，尾部鳞片也较厚，此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片的间隙，以利于针尖顺利刺入。

操作步骤：

1. 首先要固定大鼠，最简单的固定方法就是把大鼠麻醉，然后大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了。但是我们往往需要多次给药，就是单次给药的话，每只都麻醉的话，也很麻烦，而且还要考虑麻醉对实验结果和动物的影响，因此，有必要找另外的方法固定了。

再有的固定方法就和小鼠类似，做一个圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让大鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤大鼠尾巴）。另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。网状结构可以让光线透近来，方便大鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约15～20cm，直径约5～8cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的大鼠。操作的时候，可以把圆筒固定在铁架台上面，有铁丝网的一面稍微向上，拔下另外一头的盖子，抓住大鼠的尾巴，悬空大鼠，让大鼠的头部靠近圆筒，稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠的尾巴穿过盖子中间的小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴，就可以进行下一步操作了。

也有直接利用大鼠笼盖的铁丝网固定大鼠，向上面小鼠固定的方法固定大鼠，那是高手所为，总共只需要一次到两次的静脉注射时可以试用，不推荐使用。

2.固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性的5ml的注射器，去除针头，接上5.5号的头皮针，用头皮针穿刺，个人感觉比较方便，而且便于固定针头。

3.注射前首先要让大鼠的血管充盈。可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法，（一般水浴温度45度左右），大概2分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张，用电吹风的热风吹大鼠尾部，这种使静脉扩张的方法不但快而且操作方便，但要控制好吹的方式，不要弄伤动物。若大鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。温水浸泡2～3分钟后，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭。等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论。

4.大鼠尾部共有四条血管，一般认为左右的两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针。一般要求进针部位靠近大鼠的尾端，这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比较好。

5.最关键的就是进针了。进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴，让大鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲。针头和血管呈约30°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，轻轻回抽针栓，看见有明显的回血，就可以推注药液了，正常情况下，推注的过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起。推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头，重新注射。（正常情况下，均可以看见回血，若没有回血，9成是没有进入血管，不要推药，拔出针头，重新穿刺，以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿，加大穿刺的难度，若是带有颜色的液体，如伊文斯兰，就更要注意）

6.注射结束后，轻轻拔出针头，可以用干燥的棉球压一下进针点，防止液体回漏。

四、大鼠舌静脉注射

大鼠的舌静脉给药比较少见，因为他需要在麻醉状态下方可以操作。不麻醉的情况下也不是不可以，但是若不麻醉的话，既不符合动物福利，也很容易失败，而且操作人员也容易受伤。

一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血的实验中，垂体后叶素的静脉注射采用舌静脉注射。

1.舌静脉注射一般采用1ml注射器，配4号针头。

2.大鼠麻醉后，仰卧位固定在鼠板上，牙齿也固定好。右手持眼科镊，轻轻拉出大鼠舌头，左手拇指和食指轻轻捏住舌尖，可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚的静脉，一般右侧的比较顺手（我是右撇子），左手稍微绷紧大鼠舌头，不要绷的太紧，这样静脉会看的不清楚，以能拉直大鼠舌头，且能清楚看见血管为宜。

3.右手持注射器，针尖斜面朝上，和舌头血管呈15°角，挑刺入血管。（舌静脉非常浅，针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了），轻轻推注药液，若发现舌头有鼓起，则是注射失败。这样注射点很容易出很多学，形成血肿，这侧静脉想再次注射就很困难了，那么最好就选用另外一侧静脉了。

4.舌静脉血流很丰富，拔针时一定要用干棉球压迫注射点，帮助止血。

5.正常的舌静脉注射不影响大鼠的进食。

五、大鼠经皮肤给药

首先需要脱毛可以配制8%的硫化钠溶液，也可以自配脱毛剂，配方：硫化钠：肥皂粉：淀粉为3：1：7，加水混合成糊状软膏。用棉签将脱毛剂涂在要脱毛的部位，观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净的水将脱毛部位清洗干净，大鼠一般用腹部皮肤，小鼠可用背部皮肤。

六、大鼠鞘内给药

鞘内给药有两种方式：一是急性给药，二是长期慢性给药。慢性给药，具体的说应该是在暴露出寰枕膜后将PE10管插入蛛网膜下隙，至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确，然后将PE10管插入7.5cm达腰膨大水平，固定并缝合即可。注射反意寡核苷酸，所以直接在L4～5椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药，选做好插入深度标记的PE-10导管，根据动物大小和所需埋置的脊髓节段，决定好插入深度，一般270～320g的大白鼠腰骶部约7.5cm，胸段约5～5.5cm。给药：将4号注射针头锯断，并磨尖，插在PE-10导管上，导管另一端接在另一接又注射器的4号针头上，给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好的PE-10导管相接即可。

七、大鼠阴道给药

大鼠阴道给药方法类似于小鼠，而且大鼠的生殖道比小鼠要长一些，会比小鼠操作相对容易一些。小鼠阴道内感染，是往小鼠阴道内注射感染菌液，开始感染时采用的是用小儿科的头皮针改做的软管向小鼠生殖道内注射，但因为小鼠生殖道很浅，而且软管本身占有小鼠生殖道的一部分体积，导致主入的菌液易漏，后来尝试用50ul的加样器每次取20ul，采取多次注射的办法。

做此类实验主要是注意感染的药物或液体不要漏出来，可以采取多次注射的办法。

八、大鼠鼻腔给药

1.有滴鼻和喷雾两种常见方式

喷雾其实就是雾化吸入。

滴鼻给药没有办法达到雾化吸入的效果。

雾化吸入需要有雾化设备，一般医院的都有，但是医院的如果借不出来，自己家里的加湿器也可以凑合。

雾化给药的时候，要把大鼠放在一个相对比较密闭的的容器中（当然要有透气孔），让大鼠尽可能多地接触药物，但是好象没有专门的这种容器，一般都是自制的，材料最好是有机玻璃。如果需要一只一只给药的话，那么大鼠固定器也可以着用。

雾化的时间如果没有特殊要求，一般来说是半个小时。

从药物进入体内分布的部位来看，滴鼻应该作用于局部为主，而喷雾/雾化吸入等给药方式可使药物进入气管，肺等部位，吸收情况应该有比较大的不同。

2.鼻内接种

动物先进行麻醉后，以左手食指和拇指抓住动物双耳部，翻转动物身体置于左手掌内，使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器，将接种药物，逐滴滴入动物鼻内。接种量不宜过多：大鼠为0.05～0.1ml（小鼠为0.03～0.05ml；豚鼠与兔可为2ml）。

实验四、不同给药途径对药物作用的影响

实验四、不同给药途径对药物作用的影响 授课教师郭育慧授课序次4授课类型实验课授课学时2 授课题目（章节）第4次实验实验四 不同给药途径对药物作用的影响教学目的与要求1、观察给药途径不同对药物作用的影响；2、掌握小白鼠的捉拿及给药（灌胃、腹腔注射等）方法。教学重点与难点重点验证不同给药途径对药物作用的影响（途径）。难点动物的给药方法及实验结果的讨论教学方法与手段讲授、示教、实验操作。使用教材及参考书 1、使用教材：（1）药理学，第四军医大学出版社，魏庆华、滕淑静主编，第1版xx年7月；（2）药理学实验与学习指导，金虹、令红艳主编，第2版xx年1月。 2、参考书：朱岫芳、鱼江主编，药理学，吉林出版集团，第3版，1997年9月教案续页教学内容辅助手段时间分配实验四 不同给药途径对药物作用的影响 【目的要求】 1、观察不同给药途径对药物作用的影响。 2、练习小白鼠的捉拿及给药方法。 【实验原理】

给药途径不同，药物首先到达的器官和组织不同，致使药物的吸收和分布也不同，药物效应因而呈现差异。静脉吸收最快，产生作用最强，其他给药途径的吸收速度依次是：呼吸道>腹腔注射>肌肉注射>皮下注射>皮内注射>口服>贴皮。主要包括“量差异”（即同一效应，出现作用强度不同）和“质差异”（即出现不同的药理效应）。硫酸镁为导泻、利胆、降压和抗惊厥药。口服不易吸收，并使肠内容物渗透压升高，水分吸收减少，肠容积增大，刺激肠壁，促进肠道蠕动而泻下。镁盐还能引起二指肠分泌胆囊素，此激素能刺激肠液分泌和肠道蠕动。注射给药可使血中Mg2+增加，Mg2+ 和Ga2+化学性质相似，可以特异地竞争Ga2+受点，拮抗Ga2+的作用，阻止运动神经末梢释放递质乙酰胆碱，使骨骼肌松弛。与此同时，也作用于中枢神经系统，引起感觉和意识消失。过量时，引起呼吸抑制、血压骤降以至死亡。静脉缓慢注射氯化钙，可立即消除Mg2+ 的作用。尼可刹米属于中枢兴奋药，可直接或反射性地兴奋延髓呼吸中枢，但若剂量过大，则可引起中枢神经系统各个部位广泛兴奋，导致惊厥发生，甚至死亡。本实验对小白鼠给过量的尼可刹米，以观察不同给药途径对药物作用的影响。 【实验条件】 实验动物小白鼠4 只实验器材天平、烧杯（1000ml）注射器（1ml）、针头、小鼠灌胃器药品2%的尼可刹米、10%硫酸镁溶液

实验1实验动物的捉持法和给药法 (1)

实验1 实验动物的捉持法和给药法 一、常用实验动物的捉持法 1．蛙和蟾蜍 通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢，右手将下肢拉直，左手用无名指及小指夹住（图1）。 图1 蟾蜍捉持法 2．小鼠 （1）双手法：右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙面上。迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图2）。 图2 小鼠双手捉持法 （2）单手法：小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和小指夹住鼠尾，然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图3）。 图3 小鼠单手捉持法 3. 大鼠 大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护手套。先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与掌部握住背部和腹部。注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，窒息死亡。 4．家兔 一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势（图4）。切不可用手握持双耳提起兔子。 图4 家兔捉持法 5．豚鼠

豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起。 6. 猫 应戴好防护手套。轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住腰背部。性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操作中应防其利爪和牙齿伤人。 7. 狗 驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部；凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部，然后套上嘴套。狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结，再绕到颈后部打结，以防绳带滑落。狗麻醉后四肢固定于手术台上，取下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴，并固定于手术台上。应将狗舌拉出口腔，以防窒息。 二、常用实验动物给药法 1. 经口给药法 此法有口服与灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。若为保证剂量准确，可应用灌胃法。 （1）灌胃法 小鼠：左手捉持小鼠，腹部朝上，右手持灌胃管经口角插入口腔，使灌胃管与食管成一直线，再沿上颚壁缓慢插入食管，稍感有阻力时(大约灌胃管插入1／2)，如动物安静，呼吸无异常，即可注入药液。如遇阻力应抽出灌胃管重新插入，若药液误注气管，小鼠可立即死亡。一次灌注药量0.1－0.3ml／10g体重。操作宜轻柔，防止损伤食管（图5）。灌胃管可用粗大的注射针头制作，磨钝针尖制成，管长4-5cm，直径1mm，连接于1-2ml 注射器上即成。 图5 小鼠灌胃法 大鼠：左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相同。若两人合作时，可由助手协助固定后肢与尾巴。但灌胃管必须长6－8cm，直径1.2mm，尖端呈球状，并安装在5 －10ml的注射器上。注药前应回抽注射器，证明未插入气管（无空气逆流）方可注入药液。一次投药量1—2ml／100g体重。 家兔：需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住两前肢固定前身，使兔头稍向后仰；另一人将木或竹制开口器横放于兔口中，将兔舌压住，以8号导尿管经开口器中央小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15－18cm。为避免误入气管，可将导尿管外口端放入清水杯中，无气泡逸出方可注入药液，并应再注入少量清

实验动物的给药方法

3.4 实验动物的给药方法 3.4.1 经口投药法 (1) 口服法． 口服法是将能溶于水并且在水溶液中较稳定的药物放入动物饮水中，不溶于水的药物混于动物饲料内，由动物自行摄入。该方法技术简单，给药时动物接近自然状态，不会引起动物应激反应，适用于多数动物慢性药物干预实验，如抗高血压药物的药效、药物毒性测试等。其缺点是动物饮水和进食过程中，总有部分药物损失，药物摄入量计算不准确，而且由于动物本身状态、饮水量和摄食不同，药物摄入量不易保证，影响药物作用分析的准确性。 (2) 灌服法 灌服法是将动物适当固定，强迫动物摄入药物。这种方法能准确把握给药时间和剂量，及时观察动物的反应，适合于急性和慢性动物实验，但经常强制性操作易引起动物不良生理反应，甚至操作不当引起动物死亡。故应熟练掌握该项技术。强制性给药方法主要有两种： ①固体药物口服 一人操作时用左手从背部抓住动物头部，同时以拇、食指压迫动物口角部位使其张口，右手用镊子夹住药片放于动物舌根部位，然后让动物闭口吞咽下药物。 ②液体药物灌服 小白鼠与大白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，或握住大白鼠以固定动物，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的硬质胃管由口角处插入口腔，用胃管将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将胃管沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm，大白鼠一般用5 cm的胃管(图3.4-1)。插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出胃管重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。 给家兔灌服时宜用兔固定箱或由两人操作。助手取坐位，用两腿夹住动物腰腹部，左手抓免双耳，右手握持前肢，以固定动物；术者将木制开口器横插入兔口内并压住舌头，将胃管经开口器中央小孔沿上腭壁插入食道约15 cm，将胃管外口置一杯水中，看是否有气泡冒出，检测是否插入气管，确定胃管不在气管后，即可注入药物(图3.4-2)。 3.4.2 注射给药

动物实验给药剂量换算

动物实验给药剂量换算

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动物实验给药剂量换算 关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD５０与药效学剂量间的换算 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候,差不多是来源于两条途径：一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的,但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是ＬD50。至于该选择ＬD50的多少分之一来作为参考剂量,众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表,列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表,几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。 试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg ，换算成大鼠的剂量: 大鼠的剂量=X mg/kg×70ｋg×0.０18/200g=X ｍg/kg×7０ｋg×0.0１8/0.２ｋg＝6.3 X ｍg/kg.

常见实验动物的捉持和给药方法

常见实验动物的捉持和给药方法 一、小白鼠的捉持和给药方法 1、捉持方法 右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼）上面，轻向后拉其尾；此时小鼠前肢抓住粗糙面不动；用左手拇指和食指捏住双耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤及尾部，便可将小鼠完全固定。腾出右手，可以给药。 此外，也可单手捉持，难度较大，但速度快。先用拇指和食指抓住小鼠尾巴，用小指、无名指和手掌压住尾根部，再用腾出的拇指、食指及中指抓住鼠双耳及头部皮肤而固定。 2、给药方法 ａ.灌胃法 小鼠固定后，使腹部朝上，颈部拉直，右手用带灌胃针头的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口交插入口腔，再从舌背进沿上腭进入食道。若遇阻力，应退出后再插，切不可用力过猛，防止损伤或误入气管导致动物死亡。灌胃量一般不超过0.25ml/10g。

ｂ.腹腔注射法 抓鼠方法同上，右手持注射器（5～6号针头），从耻骨联合上一侧向头端以30度角刺入腹腔（应避开膀胱）。可先刺入皮下2～3mm，再刺入腹腔，以防药液外漏。针头刺入部位不宜太高太深，以免刺破内脏。注射量一般为0.1～0.25ml/10g。 ｃ.皮下注射法 一般两人合作。一人左手抓住小鼠头部皮肤，右手拉住鼠尾；另一人左手提高背部皮肤，右手持住注射器（针头号同上），将针头刺入提起的皮下。若一人操作，左手小指和手掌夹住鼠尾，拇指和食指提起背部皮肤，右手持注射器给药。一般用量为0.05～0.25ml/10g。 ｄ.肌肉注射法 两人合作时，一人抓鼠方法同上，另一人左手拉直一侧后肢，右手持注射器，注射部位多选后腿上部外

侧（针头号同上）。如一人操作，抓鼠方法类似腹腔注射，只是药液注射在肌肉内。每腿的注射量不宜超过0.1ml。 ｅ.尾静脉注射法 将小鼠置于待置的固定筒内，使鼠尾外露，并用酒精或二甲苯棉球涂擦，或插入40℃～50℃温水中浸泡片刻，使尾部血管扩张。左手拉尾，选择扩张最明显的血管；右手持注射器（4～5号针头），将针头刺入血管，缓慢给药。如推注有阻力而且局部变白，说明针头不在血管内，应重新插入。穿刺时宜从近为尖部1/3处静脉开始，以便重复向上移位注射。一般用药量为0.1～0.2ml/10g，不宜超过0.5ml/10g。 二、家兔的捉持和给药方法 1、捉持方法 一般左手抓住兔颈背部皮肤，将其提起，右手托住臀部称坐位姿态。不要抓两耳，以防兔挣扎。 2、给药方法 ａ.耳缘静脉注射法 一人操作时，将兔放入固定箱或试验台上，选好耳缘静脉（在耳背的下缘），拔除局部的毛，用酒精棉球涂擦，并用食指轻弹耳壳，使血管扩张。用左手的食指和中指夹住耳根部，拇指和无名指夹住耳尖部拉直；右手将抽好药液的注射器（6～7号针头）刺入血管，用拇指和食指使针头和兔耳固定，将药液推入。如针头在血管内，推注轻松，并可见血液被药液冲走；如不在血管内，则推注有阻力，耳局部变白或肿胀，应立即拔除重新注射。注射完毕，则用手指或棉球压在针眼上，再拔出针头，并继续按压片刻，防止出血。如两人操作，一人夹住兔子，右手暴露血管，压住耳根部使血管充盈，另一人注射给药。

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法 一、经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药法。 1、鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃針插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2、兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法 (一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射

肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。(三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，实验者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。 (四)静脉注射 1、大鼠和小鼠：常采用尾静脉注射。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用45—50℃的温水浸润几分钟或用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。 2、豚鼠：可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。 3、家兔：一般采用耳缘静脉注射。注射时先将家兔用固定盒固定，拔去注射部位的毛，用酒精棉球涂擦耳缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳，使静脉充血，然后用左手食指和中指压住耳根端，拇指和小指夹住耳边缘部，以无名指放在耳下作垫，右手持注射器从静脉末端刺入血管，注入药液。注射后，用纱布或脱脂棉压迫止血。 三、给药剂量 不同种类的实验动物一次给药能耐受的最大剂量不同，灌胃太多时易导致胃扩张，静脉给药剂量过多时易导致心力衰竭和肺水肿。现将不同种类实验动物一次给药最大耐受量列出，以供参考。 为观察某种药物对动物的作用时，给药剂量的准确与否是个很重要的問题。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能导致动物中毒死亡。

常用实验动物的给药途径和方法

常用实验动物的给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。 一经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。 1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。 胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。 注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。 2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠 灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。 5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃内。罐入速度要慢。

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法标准化管理部编码-[99968T-6889628-J68568-1689N]

一．经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将直接灌到动物胃内的·种常用给药法。1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法

(一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射 肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。(三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。(四)静脉注射

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制 本文由wyj摘要翻译 本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。 下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001) 第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度 一、一般给药体积与速度 对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。 特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。 表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a （欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000） 给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d 动物种属 Oral sc ip im iv (单次) iv (缓慢注射) 小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10) 犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c 狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10) 小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 说明: a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。肌肉内注射每天不能 超过2次。皮下注射每天限制在2~3个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。

动物实验给药量

动物实验基础知识系列之一：剂量换算 关于剂量换算的问题 最近不少战友询问关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。 这个问题对学习药理的战友来讲，可能是非常熟悉了。但对于非药理专业但又需做药理实验的战友来说，仍然是令人困扰的问题。 下面我们分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD50与药效学剂量间的换算 下面我来简单说一下这个问题。 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径： 一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有

时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。

试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg , 换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。 依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。小鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.0026/20g＝X mg/kg×70kg×0.0026/0.02kg＝9.1X mg/kg. 豚鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.031/400g＝X mg/kg×70kg×0.031/0.4kg＝5.42 X mg/kg. 兔的剂量＝X mg/kg×70kg×0.07/1.5kg ＝3.27 X mg/kg. 猫的剂量＝X mg/kg×70kg×0.078/2.0kg＝2.73 X mg/kg. 猴的剂量＝X mg/kg×70kg×0.06/4.0kg＝1.05 X mg/kg. 狗的剂量＝X mg/kg×70kg×0.32/12kg ＝1.87 X mg/kg.

试验动物给药途径和方法

第三节实验动物给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。 一、皮下注射 注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 二、皮内注射 皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。 三、肌肉注射 肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。 四、腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图2-5），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。 图2-5小鼠腹腔注射方法 五、静脉注射 （一）兔兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指

良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南

A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes and Volumes 良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南 Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5, David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de Vorstenbosch 8 1Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany 德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司 2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG 英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所 3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT 英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院 4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland 瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司 5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心 6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH 英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心 7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex, France 法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司 8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands 荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司 Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement. 关键词：血容量；采血；给药；实验动物；简化 This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECVAM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals. 该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECVAM)之间的初步结果。其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程，同时最大可能地考虑到实验动物的福利。

实验动物手术基本操作技术

实验动物手术基本操作技术 1. 动物实验手术常用的器械或设备 手术刀:准备不同型号的手术刀和手术刀柄。用于切开皮肤和脏器。 外科剪:准备直剪和弯剪。用于软组织剪断和组织分离。 手术镊:准备有齿镊和无齿镊。用于挟持皮肤、筋膜、肌腱等较坚硬组织或血管、神经、黏膜等脆弱组织。 止血钳:准备直、弯、蚊三种。用于夹住浅层血管止血或分离组织、牵引缝线等,或者夹住深部组织或内脏的血管出血点或者用于精细的止血和组织分离。 注射器:准备不同容量的注射器。用于补充麻醉或药物注射。 持针钳:用于缝合致密组织或深部组织。 缝合针:准备不同长短、粗细、弯度、针尖圆形或菱形的缝合针。 用于缝合不同的组织。 缝合线:准备丝线、肠线、金属线等不同种类缝合线。用于不同组织的缝合。 医用监护仪:准备呼吸、心跳、脉搏、血压及温度等医用监护仪。用于手术的操作监护。 医用气体:准备氧气、压缩空气、二氧化碳等医用气体。用于动物实验手术的应急需要。 2.动物实验手术器械的消毒方法 消毒对于防止手术伤口感染和保证伤口愈合极为重要,可以减少手术并发症和提高手术愈合效果,主要包括手术环境和手术器械的消毒。其中手术器械的消毒方法如下。 煮沸法:该法适合于金属、玻璃器械、缝合材料或橡皮手套等的灭菌,一般煮沸时间为20～30min。注意金属器械应在沸水时放入以防生锈,玻璃器械应在冷水时放入以防爆炸。 高压蒸汽灭菌法:该法适合于布类、敷料、手术衣帽及器械的灭菌, 灭菌条件为121OC、15min 。注意敷料包装应松紧适宜,待冷却后取出。 化学药品消毒法:主要的化学消毒液灭菌流程有三合液(甲醛2Oml+碳酸钠15g+石碳酸3g+蒸馏水100Oml)浸泡30min;新洁尔灭溶液(0.1%新洁尔灭100Oml+亚硝酸钠5g)浸泡1h;酒精溶液(70%酒精)浸泡1h;来苏水溶液(3～5%)浸泡1h；石炭酸(3%)浸泡1h;福尔马林(2%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min;酒精溶液(75%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min。 3.动物手术部位的消毒 实验动物手术部位处理一般包括除毛、皮肤消毒、手术部位隔离三个步骤。消毒顺序为:除毛→2%来苏水洗刷手术部位皮肤及周围皮肤→灭菌纱布擦干→70%酒精脱脂→5%碘酊擦抹→75%酒精脱碘→手术部位隔离→手术。 4. 手术人员手臂的消毒

实验一--不同给药途径对药物作用的影响

给药途径对药物作用的影响 一、实验目的 1.观察不同给药途径对药物作用的快慢和强弱的影响； 2.学习小白鼠不同途径的给药方法。 二、实验原理 采用不同的给药途径，会使药物发挥不同的作用，口服硫酸镁可导泻和利胆，注射则产生止痉、镇静和降低颅内压。 三、实验动物 小白鼠 四、实验药品及器材 1.器材：1ML注射器四副，灌胃针头一个，天枰一台，250ML烧杯4个。 2.药物：10%硫酸镁。 五、实验方法 1.取体重相近的小白鼠2只，甲鼠腹腔注射10%硫酸镁溶液0.6ML。 2.乙鼠口服（灌胃）10%硫酸镁溶液0.6ML。 3.观察并比较两只鼠的不同现象。 六、实验结果 七、结果分析 硫酸镁可因给药途径不同而产生不同的药理作用，硫酸镁腹腔注射给药时，会抑制中枢及外周神经系统，使骨骼肌、心肌、血管平滑肌松弛，从而发挥肌松作用和降压作用；而硫酸镁灌胃时，肠道很少吸收增加肠容积而促进肠道推进性蠕动，产生泻下作用，故甲鼠出现肌张力明显减弱，处于安静状态，乙鼠则出现轻微腹泻的现象。 八、实验结论

给药途径不同所产生药物作用的快慢和强弱不同，硫酸镁腹腔注射使肌松弛，灌胃则出现轻微腹泻。 九、思考题 1.给药途径不同，一般情况下对药物的作用产生什么影响？在哪些情况下可使药物的作用产生质的差异？ 不同给药途径的药物吸收速度不同，一般规律是静脉注射＞（快于）吸入＞肌肉注射＞皮下注射＞口服＞直肠＞贴皮。如静脉注射，药物直接入血可立即生效，用于急救、昏迷病人；剂量易控制；刺激性药物可稀释后静注；大量注射时可静滴。缺点为较易产生不良反应；要求技术熟练。不同给药途径因吸收、分布方面产生的差异，影响药物的作用强度，甚至产生质的差异，如硫酸镁口服导泻，而肌注可产生中枢神经系统的抑制作用，用于抗惊厥。为此，临床应按照病情、治疗需求和药物特性，选用合适的给药途径。 口服有首过消除效应，注射没有，所以生物利用率有区别，会有量的差异。 而体内再分布或作用有明显靶向性的药物，使药物体内分布不均，不同受体，作用不同，会有质的差异。 2.给药途径不同时，药物的作用为什么有的会出现质的差异，有的会出现量的不同。 有的药物口服有首关消除效应，注射则没有所以生物利用率有所区别，因此出现量的不同；而体内再分布或作用有明显靶向性的药物，使药物体内分布不均，不同受体，作用不同，故会有质的差异。

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法

K2MG-E《专业技术人员绩效管理与业务能力提升》练习与答案 一．经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的·种常用给药法。 1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃針插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法 (一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，

右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射 肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。 (三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，实验者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。 (四)静脉注射 1、大鼠和小鼠：常采用尾静脉注射。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用45—50℃的温水浸润几分钟或用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。 2、豚鼠：可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。

实验动物给药量的确定

实验动物给药量的确定 观察一种药物对实验动物的作用时，一个重要的问题就是给动物用多大的剂量较合适。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死。可以按下述方法确定剂量： 1. 先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量,然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应用剂量，一般可取1/10～1/5。 2. 植物药粗制剂的剂量多按生药折算。 3. 化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的剂量。 4. 确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，动物也没有中毒的表现,可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。 5. 用大动物进行实验时，防止动物中毒死亡,开始的剂量可采用鼠类的1/15～1/2,以后可根据动物的反应调整剂量。 6. 确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼龄动物，剂量应减小。如以狗为例：6 个月以上的狗给药剂量为 1 份时，3～6 个月的给1/2 份，45～89 日的给1/4 份，20～44 日的给1/8 份，10～19日的给1/16份。 7. 确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同。以口服量为100时，皮下注射量为30～50，肌肉注射量为20～30，静脉注射量为25。 二、人与动物的用药量换算方法 人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算： 人用药量： 1 小鼠、大鼠：50～100 兔、豚鼠：15～20 狗、猫：5～10 以上系按单位体重口服用药量换算。如给药途径为静脉、皮下、腹腔注射，换算比例应适 当减小些。