丛枝菌根真菌侵染番茄离体毛状根双重培养体系的建立
M ycosystema
菌 物 学 报 15 January 2010, 29(1): 68-74
jwxt@https://www.docsj.com/doc/1b10674842.html,
ISSN1672-6472 CN11-5180Q
?2009 Institute of Microbiology, CAS, all rights reserved.
基金项目：国家高技术研究发展计划（863计划）专题课题（No. 2006AA10Z134）；国家自然科学基金（No. 30571108，30971855）
*
Corresponding author. E-mail: ghxu@https://www.docsj.com/doc/1b10674842.html,
收稿日期: 2008-12-29, 接受日期: 2009-05-26
丛枝菌根真菌侵染番茄离体毛状根双重培养体系的建立
王晶晶 孙淑斌 徐国华*
南京农业大学资源与环境科学学院 南京 210095
摘 要：利用发根农杆菌Agrobacterium rhizogenes A4诱导樱桃番茄Micro-Tom 产生毛状根，并在此基础上成功建立了丛枝菌根（AM ）真菌根内球囊霉Glomus intraradices 与转移Ri T-DNA 番茄离体毛状根的双重培养体系。该真菌侵染14d 左右，菌丝开始形成多级分支，17－21d 时，一些菌丝顶端膨大，长出新生孢子。接种后3个月时，每皿孢子数量达到600－800个。新形成的孢子无需休眠，可直接侵染番茄离体根。成功的番茄双重培养为番茄菌根生理分子机制的研究提供了理想的实验体系。 关键词：外植体，根内球囊霉，双重培养
An in vitro dual culturing system established with tomato hairy roots and arbuscular mycorrhizal fungi
WANG Jing-Jing SUN Shu-Bin XU Guo-Hua *
College of Resources and Environmental Sciences, Nanjing Agricultural University, Nanjing 210095, China
Abstract: Agrobacterium rhizogenes A4 was used to induce Lycopersicon esculentum Micro-Tom hairy roots. An in vitro dual culturing system was established with Ri T-DNA transformed Micro-Tom roots and Glomus intraradices . Multilevel-branched hyphae were observed in about 14 days, and some hyphal top became expanded, and gradually produced some newborn spores in about 17－21 days of colonization. About 600－800 mature spores per dish were obtained in 3 months of dual culture. The harvested spores were capable of germination and subsequently colonizing the host hairy roots immediately. The successful in vitro dual culture of tomato hairy roots and mycorrhizal fungi provided the ideal experimental system for conducting the researches on physiological and molecular mechanism of tomato mycorrhiza. Key words: explant, Glomus intraradices , dual culture
菌根（mycorrhiza ）是土壤有益真菌与高等植物根系形成的互惠共生体（Schü?ler et al . 2001），
是植物适应贫瘠土壤（尤其缺磷）的重要机制之一。目前，国际上研究菌根真菌侵染机理、共生双方物
质和信息交换机制等的重要方法是离体双重培养（毕银丽等 2000；Boisson-Dernier et al. 2001；Declerck et al. 2003；Labour et al. 2003；Rufyikiri et al. 2002）。该方法利用发根农杆菌Agrobacterium rhizogenes诱导植物产生毛状根，并以毛状根为寄主，在离体条件下与丛枝菌根（arbuscular mycorrhizal，AM）真菌建立起双重培养体系。它不仅避免了人为及环境条件的干扰，而且可以在不破坏菌根菌丝生长的前提下，原位观察其形态发育和生长特性变化规律等。
离体根双重培养体系在胡萝卜、三叶草等较易侵染的少数植物中已经获得成功。毕银丽等（1999，2000）成功建立了珠状巨孢囊霉Gigaspora margarita和根内球囊霉Glomus intraradices与转移Ri T-DNA胡萝卜根器官双重培养体系以及人工建立两室系统，形成了无杂菌的菌丝环境。杨晓红等（2001）深入研究了三叶草和AM真菌垂直平板定时转动培养方法，以诱导菌丝定向生长。邵菊芳等（2008）对Gigaspora margarita孢子与白三叶草离体根系进行双重培养，确定了孢子萌发生长的菌丝并不受根系影响。然而，国内对于目前用于菌根生物学研究的模式植物如水稻、Medicago truncatula、番茄等双重培养的研究尚未见成功报道。本文利用A. rhizogenes A4诱导一种可用于分子生物学研究的模式番茄——樱桃番茄Micro-Tom（Meissner et al. 2000）产生毛状根，建立离体毛状根培养体系，并与G. intraradices成功地进行了双重培养，从而为模式植物的菌根研究搭建了便利有效的平台。
1材料与方法
1.1 供试菌株和菌剂
发根农杆菌菌株为Agrobacterium rhizogenes A4，由上海交通大学张磊博士惠赠。菌剂为转移Ri T-DNA胡萝卜与根内球囊霉Glomus intraradices 双重培养体系中提取的孢子、菌丝与培养基的混合物，由中国科学院离子束生物工程学重点实验室肖翔博士惠赠。
1.2 植物材料
番茄Lycopersicon esculentum品种为“樱桃番茄Micro-Tom”野生型（Meissner et al. 2000），由以色列Weizmann Institute of Science的Avi Levy教授提供。
1.3所用抗生素及生长素
卡那霉素（kanamycin，Kan）50mg/L，羧苄青霉素（carbenicillin，Car）500mg/L，乙酰丁香酮（Acetosyringone，AS）100μmol/L。
1.4培养基
YEP培养基（酵母膏10g/L，蛋白胨10g/L，NaCl 5g/L，pH7.0）：培养发根农杆菌；MS培养基（毕银丽等 1999）：（1）加入AS，用于外植体与发根农杆菌A4的共培养；（2）1/2 MS，直接用于无菌苗的生长或加入抗生素，用于选择培养；M培养基：用于离体毛状根培养和双重培养。
1.5PCR所用试剂
PCR引物由南京基天生物公司合成；10×PCR buffer（含Mg2+）、Taq DNA Polymerase（鼎国）；dNTP mixture、DNA Marker DL 2000（TaKaRa）。
1.6 樱桃番茄Micro-Tom离体毛状根培养体系的建立
1.6.1发根农杆菌的活化和感菌液的制备：用接种环沾取保存在灭菌甘油中的A4菌液，在含50mg/L Kan的YEP固体培养基上划线，28℃，暗培养2d。侵染前1d挑取单菌落于含50mg/L Kan液体YEP 培养基中，过夜生长，200r/min。当OD600值达到0.8－1.0时，将其转入50mL离心管中，3,000r/min、室温下离心5min，弃上清。菌体用已配好的MS培养液吹打悬浮，混合均匀后制成感菌液。
1.6.2抗生素浓度的确定：在YEP培养基中分别加入相同浓度的Kan（50mg/L）和不同浓度的Car（0、300、400、500mg/L），28℃，暗培养6d，观察A. rhizogenes在四种不同培养基上的生长状况，选择合适的浓度用于抑菌。
1.6.3外植体的获得和接种：取樱桃番茄Micro-Tom 野生型种子用10% NaClO和1% SDS混合液消毒5min，dH2O冲洗5次，置于0.8%水琼脂上培养，25℃，2d，光照16h/d。萌发后的种子置于1/2 MS 培养基上培养6d后，以无菌苗子叶和下胚轴为外植体，在感菌液中浸泡5min，用灭菌纸吸取多余菌液，置于MS培养基上共培养3d。
1.6.4抑菌和继代：将共培养3d的外植体转移至
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50mL离心管中，用dH2O洗去表面菌液。将外植体置于已加入确定浓度抗生素的1/2 MS培养基上进行生长，25℃，暗培养3周，转移至新的选择培养基。根据实际条件确定选择次数，一般为3次。筛选培养后，将长出的毛状根转移至M培养基上进行离体培养。
1.6.5rolB和rolC基因的PCR鉴定：CTAB法提取毛状根总DNA。rolB和rolC基因是位于A. rhizogenes Ri质粒T-DNA上引起植物产生毛状根的的关键基因（Altamura et al. 2004；Peres et al. 2001）。扩增rolB 和rolC基因的引物信息（陆倍倍等 2005）及PCR 程序见表1。PCR反应体系（20μL）：10× PCR buffer （含Mg2+）2μL、dNTP 1.6μL、正、反向引物各1μL、Taq DNA Polymerase（2U/μL）0.4μL、模板基因组DNA 1μL、ddH2O 13μL。
1.7樱桃番茄Micro-Tom离体毛状根与根内球囊霉Glomus intraradices的双重培养
1.7.1菌剂接种与培养：将适量菌剂（含20个左右的孢子）接入到离体毛状根旁（直径范围3cm），25℃暗培养。
1.7.2观察、取样与染色：分别于侵染3周、5周、7周和3个月在体视显微镜下观察后取样。80℃水浴加热除去已选根段上的培养基，加入 1.8mol/L KOH浸泡，80℃水浴30－40min，蒸馏水清洗之后，再用2% HCl中和10min，台盼蓝染液染色，常温过夜，清洗干净之后镜检。
表1 PCR扩增引物及程序
Table 1 Primers and program used for PCR amplification
基因Gene
引物方向
Primer direction
引物序列（5′-3′）
Primer sequence (5′-3′)
PCR程序
PCR program
产物长度
Products length 正向引物Forward primer GCTCTTGCAGTGCTAGATTT
rolB
反向引物Reverse primer GAAGGTGCAAGCTACCTCTC 95℃ 5min，（94℃ 1min；53℃ 1min；72℃
1min）30 cycles，72℃ 5min
423bp
正向引物Forward primer TAACATGGCTGAAGACGACC rolC
反向引物Reverse primer AAACTTGCACTCGCCATGCC 95℃ 5 min，（94℃ 1min；58℃ 1 min；
72℃ 1min）30 cycles，72℃ 5min
626bp
2 结果
2.1樱桃番茄Micro-Tom离体毛状根培养体系的建立
2.1.1 抗生素浓度的确定：为了选择最合适的抑制
A. rhizogenes生长的羧苄浓度，我们设置了0mg/L，300mg/L，400mg/L，500mg/L 4个浓度。浓度为0的情况下，A. rhizogenes生长旺盛（图1-A），其他3种培养基中，随着Car浓度的增加，对其生长的抑制效果越好。在浓度为300mg/L时，有个别的菌落长出（图1-B），400mg/L时只观察到一处菌落（图1-C），而在浓度为500mg/L时，培养基上没有观察到A. rhizogenes，时间延长到6d，仍没有任何变化（图1-D），由此可以确定Car浓度在500mg/L时抑菌效果最好。
2.1.2不同诱导方法对侵染率的影响：采用樱桃番茄砂培的叶片、无菌苗子叶及下胚轴为外植体，分别以直接接种法（将菌液直接点在伤口处）和共培养法培养进行侵染率比较（图2），无菌苗下胚轴共培养法的侵染率最高，子叶次之。相对于共培养法，直接接种法侵染率都为零。
2.1.3毛状根的获得：樱桃番茄Micro-Tom种子经消毒处理后，接种于水琼脂上用于培养无菌苗（图3-A，B）。与A. rhizogenes A4共培养2d左右时，下胚轴出现毛状根（图3-C），而子叶在10d左右才有毛状根长出，20d时大量生成（图3-D）。毛状根经选择培养除菌完全后（图3-E）转入M培养基上生长（图3-F）。长势较好的株系具有白色根毛、多分支、向上或沿培养基生长、无向地性、在不含任何激素的M培养基中生长迅速等典型特征（图3-F）。
2.1.4rolB和rolC基因的PCR鉴定结果：对樱桃番茄Micro-Tom的毛状根进行PCR检验。从图4中可以看出，毛状根的总DNA中扩增出了预期的rolB和rolC基因的特异性条带（423bp和626bp），该条带和阳性对照A. rhizogenes A4扩增出的条带
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图1 不同浓度的羧苄抑菌效果
Fig. 1 Effect of different concentration of Car on inhibiting the growth of Agrobacterium rhizogenes . A: 0mg/L; B: 300mg/L; C: 400mg/L; D: 500mg/L.
相同，而未转化的则没有扩出。从分子水平上说明A. rhizogenes 的T-DNA 已经整合到了樱桃番茄毛状根基因组中。
2.2 樱桃番茄Micro-Tom 离体毛状根与根内球囊霉
Glomus intraradices 的双重培养
在显微镜下直接观察Glomus intraradices 侵染
樱桃番茄离体毛状根的生长情况。培养14d 左右时，新生菌丝从接种的连孢菌丝断口处重新伸出，并逐渐形成了多级分支。新形成的菌丝较细，穿透能力强，具有很好的侵染力（图5-A ）。17－21d 左右，
一些分支的菌丝顶部变得膨大，逐渐长出新生的孢子。这些孢子最初呈乳白色，直径大约为60－100μm
图2 不同诱导方法对侵染率的影响
Fig. 2 Effect of different inducing methods on infection rate.
图3 发根农杆菌A4侵染樱桃番茄Micro-Tom 外植体获得毛状根
Fig. 3 Hairy roots induced from explants of Lycopersicon esculentum Micro-Tom by Agrobacterium rhizogenes A4. A: The germinated tomato seeds; B: Axenic seedlings; C, D: Induced hairy roots; E, F: Hairy roots in subculture medium.
C
（图5-A）。成熟时孢子壁变厚，逐渐变为浅黄色，直径大约为150－200μm，衰老时孢子和菌丝的颜色均变为棕褐色（图5-B）。培养3个月后，培养基中形成了大量的孢子，每皿中约有600－800个（图5-C）。可见G. intraradices在双重培养体系中，能够不断从离体根中获取营养，并完成其生活史。
为了更清晰地观察菌根真菌的侵染效果，采用台盼蓝染液将侵染后的番茄离体毛状根染色。在显微镜下观察到菌丝接触到离体毛状根表面，在根表皮形成入侵点（图5-D），菌丝从入侵点进入皮层，并在细胞间隙中延伸，在皮层内形成了大量的根内菌丝（图5-E）、泡囊（图5-F）。根外菌丝形成BAS （branched absorbing structures）结构（图5-G）（该结构是AM真菌和寄主成功建立共生关系后形成的特异性形态结构，一般有3－4级分支）。
成熟的孢子接种于樱桃番茄离体毛状根进行新一轮的侵染实验时，同样具有相同的侵染能力，因此，离体双重培养过程中，该菌种无需休眠，可直接作为菌剂使用。
图4 毛状根中rolB和rolC基因的PCR鉴定结果
PC：A. rhizogenes A4质粒阳性对照；NC：未转化的毛状根阴性对照；1-2：转移Ri T-DNA毛状根.
Fig. 4 Results of PCR detection of rolB and rolC on transformed tomato hairy roots. PC: Positive control of pRiA4; NC: Negative control of non-transformed hairy roots; 1-2: Transformed Ri T-DNA
hairy roots.
图 5 樱桃番茄Micro-Tom离体毛状根与丛枝菌根真菌Glomus intraradices双重培养A：新孢子和多级分支菌丝的形成（Bar=300μm）；B：成熟的孢子（Bar=300μm）；C：大量的G. intraradices孢子形成（Bar=800μm）；D：菌丝入侵离体毛状根（Bar=200μm）；E：G. intraradices侵染离体毛状根（Bar=200μm）；F：根中泡囊结构（Bar=200μm）；G：菌丝形成的BAS结构（Bar=300μm）.
Fig. 5 An in vitro dual culture between Lycopersicon esculentum Micro-Tom roots and Glomus intraradices. A: Formation of new spores and multilevel-branched hyphae of G. intraradices (Bar=300μm); B: Mature spores of G. intraradices (Bar=300μm); C: Formation of many newborn spores of G. intraradices (Bar=800μm); D: Hypha of G. intraradices invading L. esculentum Micro-Tom hairy roots in vitro (Bar=200μm); E: L. esculentum Micro-Tom hairy roots in vitro colonized by G. intraradices (Bar=200μm); F: V esicles of G. intraradices in roots (Bar=200μm); G: Branched absorbing structures of hypha (Bar=300μm).
C
D E F G
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3讨论
本文以转移Ri T-DNA番茄离体毛状根为寄主，与根内球囊霉G. intraradices建立共生关系。经过3个月的培养后，培养基中充满大量成熟孢子，菌丝分布于整个生长空间，尤其在根段周围菌丝更为密集，分支更多，可能是因为根段附近更利于根外孢子和番茄离体毛状根之间养分的相互运输，促进了菌丝的生长和BAS结构的形成。成功的双重培养体系的建立，一方面，为茄科模式作物番茄的菌根生理和分子生物学研究提供了理想材料；另一方面，也有利于菌剂的扩繁和保存。
不同的外植体产生毛状根的难易程度相差很大。Talano et al.（2003）用蛭石培养番茄，4周时将叶片消毒与A. rhizogenes共培养获得毛状根。本文同时采用叶片和无菌生长6d的子叶、下胚轴作为外植体，A. rhizogenes侵染诱导其产生毛状根。结果发现，下胚轴较容易产生毛状根，子叶次之，而叶片侵染率几乎为零。这主要因为，一方面，无菌子叶和下胚轴生长旺盛，再生能力强。另一方面，叶片需要消毒，可能损伤了其组织结构，从而影响了其侵染。
研究发现，不同的接种方法对根内球囊霉G. intraradices的产孢数量有很大影响。本实验采用无菌孢子及菌丝混合物接种，17－21d时已有部分新生孢子长出（图5-A），产孢旺期在9周左右，3个月时达到顶峰，每皿的孢子数量达到600－800个（图5-C），这与Chabot et al.（1992）的实验结果大致相同。Diop et al.（1994）采用菌根根段作为接种剂时，3个月每皿产生893个孢子。而Douds Jr（2002）采用分室单胞无菌培养系统，即在菌丝室置换培养基，菌根室补加葡萄糖，3个月后，每2个月可依次从菌丝室收集约2万个孢子，是目前Glomus intraradices 孢子菌剂生产最高效、最安全的一种方法。
根内球囊霉G. intraradices对不同植物毛状根的侵染率差异较大。本实验发现侵染过程中转移Ri T-DNA番茄离体毛状根的菌根侵染率相对较低。Chabot et al.（1992）在进行番茄的双重培养时，5个月根段侵染率仅为10%，远低于胡萝卜毛状根的侵染率。可能是因为胡萝卜毛状根代谢能力相对较低，增加了二者相互依赖性，更有利于共生关系的建立（Labour et al. 2003），这也可能是目前国内番茄离体根双重培养还没有成功报道的主要原因。
目前，一些学者在离体双重培养过程中发现，AM真菌对植物寄主进行侵染前期，根系分泌物中存在能够促进菌丝分支、生长的信号物质，如类黄酮（Bécard & Piché 1989）、sesquiterpenes（Akiyama et al. 2005）、lyso-phosphatidylcholine（Drissner et al. 2007）。我们正利用建立起的番茄双重培养体系，研究樱桃番茄Micro-Tom突变体M161不能形成菌根的生理生化和分子生物学机制。
致谢：感谢中国科学院离子束生物工程学重点实验室肖翔博
士对本实验提供帮助。
[REFERENCES]
Akiyama K, Matsuzaki K, Hayashi H, 2005. Plant sesquiterpenes induce hyphal branching in arbuscular mycorrhizal fungi. Nature,
435: 824-827
Altamura MM, 2004. Agrobacterium rhizogenes rolB and rolD genes: regulation and involvement in plant development. Plant Cell,
Tissue and Organ Culture, 77: 89-101
Bécard G, Piché Y, 1989. Fungal growth stimulation by CO2 and root exudates in vesicular-arbuscular mycorrhizal symbiosis. Applied
and Environmental Microbiology, 55: 2320-2325
Bi YL, Wang HG, Li XL, 1999. Infection of transformed Ri T-DNA carrot roots by Gigaspora margarita. Plant Nutrition and Fertilizer Science, 5(1): 76-80 (in Chinese)
Bi YL, Wang HG, Li XL, 2000. Establishment of dual culture for arbuscular mycorrhiza and formation of hyphosphere.
Mycosystema, 19(4): 517-521 (in Chinese)
Boisson-Dernier A, Chabaud M, Garcia F, Bécard G, Rosenberg C, Barker DG, 2001. Agrobacterium rhizogenes-transformed roots of
Medicago truncatula for the study of nitrogen-fixing and endomycorrhizal symbiotic associations. Molecular
Plant-Microbe Interactions, 14(6): 695-700
Chabot S, Bécard G, Piché Y, 1992. Life cycle of Glomus intraradix in root organ culture. Mycologia, 84: 315-321
Declerck S, Dupré de Boulois H, Bivort C, Delvaux B, 2003.
Extraradical mycelium of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus lamellosum can take up, accumulate and translocate radiocaesium under root-organ culture conditions. Environmental
菌物学报
Microbiology, 5(6): 510-516
Diop TA, Plenchette C, Strullu DG, 1994. Dual axenic culture of sheared-root inocula of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi associated with tomato roots. Mycorrhiza, 5: 17-22
Douds Jr DD, 2002. Increased spore production by Glomus intraradices in the split-plate monoxenic culture system by repeated harvest, gel replacement, and resupply of glucose to the mycorrhiza. Mycorrhiza, 12: 163-167
Drissner D, Kunze G, Callewaert N, Gehrig P, Tamasloukht MB, Boller T, Felix G, Amrhein N, Bucher M, 2007.
Lyso-phosphatidylcholine is a signal in the arbuscular mycorrhizal symbiosis. Science, 318: 265-268
Labour K, Jolicoeur M, St-Arnaud M, 2003. Arbuscular mycorrhizal responsiveness of in vitro tomato root lines is not related to growth and nutrient uptake rates. Canadian Journal of Botany, 81: 645-656
Lu BB, Zhang L, Kai GY, Zhang HM, Ding RX, Chen WS, 2005.
Establishment of hairy root culture of Hyoscyamus niger. Chinese Traditional and Herbal Drugs, 36(12): 1864-1868 (in Chinese) Meissner R, Chague V, Zhu Q, Emmanuel E, Elkind Y, Levy AA, 2000.
Technical advance: a high throughput system for transposon tagging and promoter trapping in tomato. The Plant Journal, 22: 265-274
Peres LEP, Morgante PG, Vecchi C, Kraus JE, van Sluys MA, 2001.
Shoot regeneration capacity from roots and transgenic hairy roots of tomato cultivars and wild related species. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 65: 37-44
Rufyikiri G, Thiry Y, Wang L, Delvaux B, Declerck S, 2002. Uranium
uptake and translocation by the arbuscular mycorrhizal fungus, Glomus intraradices, under root-organ culture conditions. New Phytologist, 156: 275-281
Schü?ler A, Gehrig H, Schwarzott D, Walker C, 2001. Analysis of partial Glomales SSU rRNA gene sequences: implications for primer design and phylogeny. Mycological Research, 105: 5-15 Shao JF, Zhu HW, Teng TT,2008. Spores germination and dual culture of AM fungi. Anhui agricultural Science Bulletin, 14(5): 18-20 (in Chinese)
Talano MA, Agostini E, Medina M, Forchetti SMD, Tigier HA, 2003.
Tomato Lycopersicon esculentum cv. pera hairy root cultures: characterization and changes in peroxidase activity under NaCl treatment. In vitro Cellular and Developmental Biology-Plant, 39: 354-359
Yang XH, Zeng M, Li DG, 2001. Hyphal growth of mycorrhizal fungi in time turning vertical plate culture. Mycosystema, 20(3): 358-361 (in Chinese)
[附中文参考文献]
毕银丽，汪洪钢，李晓林，1999. VA菌根真菌对转移Ri T-DNA胡萝卜根器官的侵染. 植物营养与肥料学报，5(1): 76-80
毕银丽，汪洪钢，李晓林，2000. 丛枝菌根的双重培养方法及其菌丝际的建立. 菌物系统，19(4): 517-521
陆倍倍，张磊，开国银，张汉明，丁如贤，陈万生，2005. 莨菪发根培养体系的建立. 中草药，36(12): 1864-1868
邵菊芳，朱红威，滕婷婷，2008. AM真菌孢子萌发及双重培养研究. 安徽农学通报，14(5): 18-20
杨晓红，曾明，李道高，2001. 丛枝菌根真菌的垂直平板定时转动培养及菌丝生长观察. 菌物系统，20(3): 358-361
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丛枝菌根真菌在园艺作物上的应用
丛枝菌根真菌在园艺作物上的应用1 邹英宁，吴强盛* 长江大学园艺园林学院，湖北荆州（434025） E-mail：wuqiangsh@https://www.docsj.com/doc/1b10674842.html, 摘要：丛枝菌根是土壤中的丛枝菌根真菌与植物根系结合的互惠共生体，能帮助植物吸收矿质营养和水分、促进植物生长、提高抗逆性、改善果实品质等。提出了丛枝菌根真菌生产的技术流程，综述了丛枝菌根真菌在果树、蔬菜、花卉植物上的应用与效应。 关键词：丛枝菌根真菌；丛枝菌根；园艺作物；菌剂生产 中图分类号：Q939.96 1. 引言 菌根（Mycorrhizas）是一类与植物根系紧密结合互惠互利的联合体，其互惠互利表现在菌根通过其根系外的菌丝、根系内的丛枝及根内特殊的水分运输通道给寄主植物运送矿质营养和水分，而寄主植物将光合作用产生的碳水化合物通过物质流转运给菌根以维持其生长发育[1]。菌根按照形态学分为三类：外生菌根（Ectomycorrhizas）、丛枝菌根（Endomycorrhizas）和内外生菌根（Ectoendomycorrhizas）[2]。外生菌根指菌根真菌侵入到植物根系的皮层，在间隙里形成哈蒂氏网，大量的菌丝在根系外面形成一个菌套，主要与森林植物共生；丛枝菌根指菌根菌丝不仅侵入到根系皮层，而且还进入到细胞内部，形成丛枝（Arbuscules）结构，有的还在细胞间或者内部形成泡囊（Vesicles），在许多园艺作物如柑桔、桃、苹果、梨、番茄、西瓜、非洲菊、月季等都可以发现和找到这种结构；内外生菌根则同时具备外生菌根和丛枝菌根的特性，菌根菌丝在细胞间隙形成哈蒂氏网，根系表面形成菌套，菌丝在细胞内部也形成各种菌丝团，主要在一些松科和杜鹃花科植物存在。目前的研究表明，在园艺作物上接种丛枝菌根真菌能够促进园艺作物的生长，增强园艺作物对矿质营养的吸收，提高抗逆性，改善水分代谢，提高果树和蔬菜的品质等[3]。因此，在园艺作物根系上没有丛枝菌根的存在反而不正常[4]，从而显示丛枝菌根在园艺作物上的重要性 2. 丛枝菌根真菌菌剂的生产 丛枝菌根真菌菌剂的生产是其应用于园艺作物的关键。尽管丛枝菌根真菌至今尚不能进行纯培养，但采用盆栽菌剂生产法[5]仍可以获得一定纯度的菌剂，其具体生产流程是：选择玉米或高梁为寄主植物，对其种子采用10％的次氯酸钠溶液表面消毒5～10 m，然后放置在一个湿巾上，用塑料袋包好进行催芽。一般玉米种子在2～3 d就能够发芽。选择3 mm大小的粉碎玄武岩为栽培基质，目的是基质含有非常低的营养水平，特别是P。然后对基质进行高压蒸汽灭菌，杀死土著丛枝菌根真菌。灭菌的基质与购买的纯菌剂（可以从北京市农林科学院植物营养与资源研究所“中国丛枝菌根真菌种质资源库（BGC）”购买）按照20：1（v/v）的比例混合均匀，装于15～25 cm直径的塑料盆中。将已经催芽的种子每盆播2～6粒，然后放置在温室或良好光照的避雨棚中以减少其他微生物通过风和雨水的污染。一般地，在正常水分管理的6 w后就能够观察到丛枝菌根真菌与寄主植物根系共生。14 w后开始控水，16 w时去除植物地上部分，将基质和根系倒在一个干净的盘中，把根系剪断，与栽培基质混合均匀，此菌剂即可应用于田间。如果菌剂不及时使用，可以保存在4 °C冰箱或凉爽干 1本课题得到长江大学科研发展基金(39210264)的资助。
丛枝菌根侵染率研究
丛枝菌根研究方法 一、检测孢子含量的方法 A湿筛倾注法 1. 称取一定重量的土壤样品（最好是取自15cm 表层植物根系附近的土壤），放在容器内用水浸泡20-30min，使土壤松散。如果土壤粘性很大，也可加入各种土壤分散剂。 2. 选用一套洁净的具有孔径为0.5-0.034mm的土壤筛，依次重叠起来。最底层用一物体垫着（如培养皿、木块等物），使筛面稍微倾斜。 3. 用玻璃棒搅动浸泡的水溶液，停置几秒钟后，使大的石砾和杂物沉淀下去，即将悬浮的土壤溶液慢慢地倒在最上一层孔径最大的土壤筛上。倾倒时，最好集中倒在筛面的一个点上，不要使整个筛面都沾有土壤溶液。 4. 用清水依次轻轻冲洗停留在筛面上的筛出物，以免在上层粗筛面的剩留物中夹藏有VA 菌根真菌孢子。 5. 用洗瓶将停留在筛面上的筛出物轻轻冲洗到一个清洁的培养皿里面，再将滤液通过细筛并用水冲洗。在冲下来的筛出物中，除有许多细的沙砾和杂质外，就含有VA菌根真菌的不同直径的孢子。 6. 将含有筛出物的培养皿放在双目实体解剖显微镜下观察。 B 蔗糖离心法 1. 称取10 g菌剂，置入大烧杯中加500 ml水，搅拌，静置10 s。 2. 先后过80目分样筛、400目分样筛，将400目筛子上的残余物用药匙转入50ml 离心管中，后用清水冲洗筛子，将残余物全部转入离心管中，配平，3000转/min 离心10 min。（注分样筛最好直径为12 cm左右，便于下面放置烧杯过筛） 3. 去掉上清液，在离心管中加入预先配制好的质量分数为50%的蔗糖溶液，玻璃棒搅匀，配平，3000转/min 离心10 min（注意离心前离心管壁上不能有残余物）。 4. 将400目筛子呈一斜面放置，离心后的蔗糖溶液过筛子的下侧，用水将筛子上的残留物轻轻洗入划线培养皿中。（注意水不能加太多以防影响检测，培养皿划线便于统计）。 5. 解剖镜镜检统计培养皿中的孢子数目，计算出菌剂中的孢子含量。 注：溶于蔗糖溶液中的孢子仍可进行接种。
AMF(丛枝菌根真菌)
AMF（丛枝菌根真菌）对香蕉试管苗的驯化日期：2011年5月24日 摘要：丛枝菌根真菌的影响（AMF）的香蕉试管苗上进行了评估在驯化期。植物接种无 梗scrobiculata，绣球clarum和Glomus etunicatum。在种植后温室3个月，株高，叶面积，鲜重和干物质的根，芽，AMF的殖民化的水平营养水平，光合作用和蒸腾率，水势和气孔导进行了测定。丛枝菌根真菌孢子的生产数量在每个治疗也决心。苗接种与丛枝菌根真菌具有更大的株高，叶面积和新鲜地上部和根系的重量，以及较高的光合作用和蒸腾比对照组。植物与血管球接种均优于在最评估参数。 关键词：穆萨菌，内生菌根，菌根菌，气候适应 引言：水果的营养快繁，观赏和森林物种，是一个良好的生产条件，转基因植物检疫植物 和均匀大量的主要工具。到温室栽培植物体外转移是在结构和生理适应的最重要的准备过程中试管苗的步骤之一。这一阶段，由于水土不服，是一种对植物自养的存在开始，以期为生存所必需的生理过程的开始。在这段时间内，必须增加水的试管苗和矿物质，光合速率的吸收。 试管苗，病免费的，但他们还缺乏丛枝（AMF）的菌根真菌。AMF的是众所周知的增加，增加水和矿物营养素的吸收，尤其是磷（P）植物的活力。此外，AMF的病原体可以保护寄主植物的根和减轻极端温度变化，pH值和水分胁迫（迪克森和马克思1987年的影响; Siqueira 1994年）。接种AMF的成功在驯化期间（格兰杰等人的开始。1983年; Brazanti等。1992年;罗杰古勒明等。1995年），甚至在体外培养已被证实。三是与从组织培养植物的根系形成共生互利的效果表现在蓬勃植物的光合作用和蒸腾速率高，养分和水分，提高抗逆性。 接种丛枝菌根真菌在植物组培苗生长初期当然可以对体外培养，通过积极对rootmeristem活动菌根共生效应，高殖利率。支持这个假说是由伯塔等人的结果。（1995年），谁表明，AMF的协会改变了红叶李根的分枝格局。接种类型的使用是很重要的驯化。福图纳等人（1992）建议的AMF的感染，高效品种的推广使用植物生长迅速增加。这些作者还表明，虽然在促进试管比较红叶李增长的2种AMF效率，该真菌感染影响其效力。更加新鲜，干物，高度增量被发现与血管球比与G. coronatum mosseae的接种植物，但在实验结束两组植物具有相似的增长。 我们工作的目的是评估的三个AMF的来自巴西的半干旱地区灌溉生长的香蕉种植园，营养和生理发展香蕉试管苗接种分离本土物种的影响作用。 材料与方法 植物材料和土壤性质 试管香蕉苗是根据生物技术。在植株形成的根在体外用MS液体培养基，后来转移到（500毫升的容量）与熏蒸基质：土，沙，有机质（1：1：1）。前沙混合料性能的土壤3.2克土壤有机质每公斤，马克土0.84毫克P每分米，pH值5.1（土：水=1：2.5）。接种量（约400每集装箱孢子）放置在以下5个香蕉植株根系与土壤接触面与熏蒸厘米，底层覆盖。滤液接种的土壤添加到所有的治疗方标准化微生物。植物在温室下保持12 h的800-1300勒克斯，光周期25B4 7C及70%-90％的相对湿度。 感染源
丛枝菌根研究方法
丛枝菌根研究方法 1.检测孢子含量的方法（湿筛倾注蔗糖离心法） 1.Gerdemann J W, Nicolson T H,1963. Spores of mycorrhizal endogone species extracted from soil by wet sieving and decanting. Transactions of the British Mycological Society, 46: 235-244 2.刘润进，李晓林．2000．丛枝菌根及其应用．北京：科学出版社：190-194 根据上述方法略有改动 1.称取10 g菌剂，置入大烧杯中加500 ml水，搅拌，静置10 s。 2.先后过80目分样筛、400目分样筛，将400目筛子上的残余物用药匙转入50ml 离 心管中，后用清水冲洗筛子，将残余物全部转入离心管中，配平，3000转/min 离 心10 min。（注分样筛最好直径为12 cm左右，便于下面放置烧杯过筛） 3.去掉上清液，在离心管中加入预先配制好的质量分数为50%的蔗糖溶液，玻璃棒搅 匀，配平，3000转/min 离心10 min（注意离心前离心管壁上不能有残余物）。 4.将400目筛子呈一斜面放置，离心后的蔗糖溶液过筛子的下侧，用水将筛子上的残 留物轻轻洗入划线培养皿中。（注意水不能加太多以防影响检测，培养皿划线便于 统计）。 5. 解剖镜镜检统计培养皿中的孢子数目，计算出菌剂中的孢子含量。 注：溶于蔗糖溶液中的孢子仍可进行接种。 2.检测菌根侵染率的方法（曲利苯蓝染色法） Phillips J M，Hayman D S，1970. Improved procedures for clearing and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Transactions of the British Mycological Society, 55: 158~161
丛枝菌根真菌名录及新科新属
This is an electronic version of the publication: Schü?ler A, Walker C (2010) The Glomeromycota. A species list with new families and new genera. Arthur Schü?ler & Christopher Walker, Gloucester. Published in December 2010 in libraries at The Royal Botanic Garden Edinburgh, The Royal Botanic Garden Kew, Botanische Staatssammlung Munich, and Oregon State University. Electronic version freely available online at https://www.docsj.com/doc/1b10674842.html, This electronic version is 100% identical to the printed publication. This includes the errors; therefore the electronic version contains one additional, initial page as a corrigendum, giving corrections of some errors and typos.
Corrections, 2 FEB, 14 FEB, 19 JUL 2011. The corrections are highlighted in red. p 7. FOR Claroidoglomeraceae READ Claroid e oglomeraceae p 10. DELETE Glomus pulvinatum (Henn.) Trappe & Gerd. [as 'pulvinatus'], in Gerdemann & Trappe, Mycol. Mem. 5: 59 (1974) ≡Endogone pulvinata Henn., Hedwigia 36: 212 (1897) p 11. AFTER Botanical Code for formal descriptions after 1 Jan 1935 INSERT) p 14. BELOW ≡ Endogone macrocarpa var. geospora T.H. Nicolson & Gerd., Mycologia 60(2): 318 (1968) INSERT ≡ Glomus macrocarpum var. geosporum (T.H. Nicolson & Gerd.) Gerd. & Trappe [as macrocarpus var. geosporus], Mycol. Mem. 5: 55 (1974) p16. ABOVE Sclerocystis coccogenum (Pat.) H?hn., Sber. Akad. Wiss. Wien, Math.-Naturw. Kl., Abt. 1 119: 399 [7 repr.] (1910) INSERT Sclerocystis clavispora Trappe, Mycotaxon 6(2): 358 (1977) ≡ Glomus clavisporum (Trappe) R.T. Almeida & N.C. Schenck, Mycologia 82(6): 710 (1990) p 19. FOR Rhizophagus irregulare READ Rhizophagus irregularis p 19. FOR Rhizophagus proliferus (B?aszk., Kovács & Balázs) READ Rhizophagus proliferus (Dalpé & Declerck) p 28. FOR Scutellospora arenicola Koske Koske & Halvorson READ Scutellospora arenicola Koske & Halvorson p 29. FOR Scutellospora pernambucana Oehl, Oehl, D.K. Silva, READ Scutellospora pernambucana Oehl, D.K. Silva, p 30. FOR Genus name: Racocetra Oehl, F.A. Souza & Sieverd., Mycotaxon: 334 (2009) READ Genus name: Racocetra Oehl, F.A. Souza & Sieverd., Mycotaxon 106: 334 (2009) p 35. FOR Acaulospora mellea Spain & N.C. Schenck, in Schenck, Spain, Sieverding & Howeler, Mycologia 76(4): 689 READ Acaulospora mellea Spain & N.C. Schenck, in Schenck, Spain, Sieverding & Howeler, Mycologia 76(4): 690 p 39. FOR Entrophospora nevadensis J. Palenzuela, N. Ferrol & Oehl, Mycologia 102(3): 627 (2010) READ Entrophospora nevadensis Palenz., N. Ferrol, Azcón-Aguilar & Oehl, in Palenzuela, Barea, Ferrol, Azcón-Aguilar & Oehl, Mycologia 102(3): 627 (2010) p 41. FOR Generic type: Pacispora chimonobambusae (C.G. Wu & Y.S. Liu) Sieverd. & Oehl ex C. Walker, Vestberg & A. Schü?ler, in Walker, Vestberg & Schü?ler, Mycol. Res. 111(3): 255 (2007) ≡Gerdemannia chimonobambusae (C.G. Wu & Y.S. Liu) C. Walker, B?aszk., A. Schü?ler & Schwarzott, in Walker, B?aszkowski, Schwarzott & Schü?ler, Mycol. Res. 108(6): 717 (2004) ≡Glomus chimonobambusae C.G. Wu & Y.S. Liu, in Wu, Liu, Hwuang, Wang & Chao, Mycotaxon 53: 284 (1995) READ Generic type: Pacispora scintillans (S.L. Rose & Trappe) Sieverd. & Oehl ex C. Walker, Vestberg & A. Schü?ler, in Walker, Vestberg & Schü?ler, Mycol. Res. 111(3): 255 (2007) ≡Glomus scintillans S.L. Rose & Trappe, Mycotaxon 10(2): 417 (1980) ≡Gerdemannia scintillans (S.L. Rose & Trappe) C. Walker, B?aszk., A. Schü?ler & Schwarzott, i n Walker, B?aszkowski, Schwarzott & Schü?ler, Mycol. Res. 108(6): 716 (2004) =Glomus dominikii B?aszk., Karstenia 27(2): 37 (1988) [1987] =Pacispora dominikii (B?aszk.) Sieverd. & Oehl, in Oehl & Sieverding, J. Appl. Bot., Angew. Bot. 78: 76 (2004) Pacispora chimonobambusae (C.G. Wu & Y.S. Liu) Sieverd. & Oehl ex C. Walker, Vestberg & A. Schü?ler, in Walker, Vestberg & Schü?ler, Mycol. Res. 111(3): 255 (2007) ≡Gerdemannia chimonobambusae (C.G. Wu & Y.S. Liu) C. Walker, B?aszk., A. Schü?ler & Schwarzott, in Walker, B?aszkowski, Schwarzott & Schü?ler, Mycol. Res. 108(6): 717 (2004) ≡Glomus chimonobambusae C.G. Wu & Y.S. Liu, in Wu, Liu, Hwuang, Wang & Chao, Mycotaxon 53: 284 (1995) p 41. BELOW Pacispora robigina Sieverd. & Oehl, in Oehl & Sieverding, J. Appl. Bot. (Angew. Bot.) 78: 75 (2004) DELETE Pacispora scintillans (S.L. Rose & Trappe) Sieverd. & Oehl ex C. Walker, Vestberg & A. Schü?ler, in Walker, Vestberg & Schü?ler, Mycol. Res. 111(3): 255 (2007) ≡Gerdemannia scintillans (S.L. Rose & Trappe) C. Walker, B?aszk., A. Schü?ler & Schwarzott, in Walker, B?aszkowski, Schwarzott & Schü?ler, Mycol. Res. 108(6): 716 (2004) ≡Glomus scintillans S.L. Rose & Trappe, Mycotaxon 10(2): 417 (1980) =Pacispora dominikii (B?aszk.) Sieverd. & Oehl, in O ehl & Sieverding, J. Appl. Bot., Angew. Bot. 78: 76 (2004) p 43. FOR≡Glomus aurantium B?aszk., Blanke, Renker & Buscot, Mycotaxon 90: 540 (2004) READ≡Glomus aurantium B?aszk., Blanke, R enker & Buscot, Mycotaxon 90: 450 (2004) p 43. FOR Genus name: Otospora Palenz., Ferrol & Oehl READ Genus name: Otospora Oehl, Palenz. & N. Ferrol p 43. FOR Generic type: Otospora bareae Palenz., Ferrol & Oehl [as 'bareai'] READ Generic type: Otospora bareae Palenz., N. Ferrol & Oehl [as 'bareai'] p 50. FOR Ambispora granatensis J. Palenzuela, N. Ferrol READ Ambispora granatensis Palenz., N. Ferrol p 53. FOR (Morton & Redecker 2001; Kaonongbua 2010). READ(Morton & Redecker 2001; Kaonongbua et al. 2010). Comment on the gender of the epithets in Redeckera. In publishing the new genus Redeckera, in honour of Dirk Redecker, we treated the gender as neuter, thus giving the epithets as pulvinatum, megalocarpum, and fulvum. We had inadvertently missed the recommendation 20A.1(i) in the Botanical Code requesting that all such epithets should be made feminine, and we apologise for this. However, because the names have been formally published, the requirements of Article 62 apply, and the neuter gender must be retained.
丛枝菌根名录
Glomeromycota SPECIES LIST last updated - News: Glomus africanum and G. iranicum included. Some new descriptions added, e.g. Racocetra beninensis. The synonyms list is corrected and now explicitly indicates the basionyms. The Gigasporaceae systematics was adopted according to the recent publication of Morton and Msiska (Mycorrhiza 2010, DOI 10.1007/s00572-010-0303-9), which rejects the split of Scutellospora into 3 families and 6 genera (Scutellospora in the Scutellosporaceae, Racocetra & Cetraspora in the Racocetraceae, Dentiscutata & Fuscutata & Quatunica in the Dentiscutataceae). The revision now leaves only Racocetra a s an additional genus, placed in the Gigasporaceae. Also, we adopt to the rejection of Kuklospora, a genus indicated from the beginning to be 'phylogenetically invalid' that now has been placed in Acaulospora (Kaonongbua et al. 2010). If you spot any mistake s, PLEASE inform us ! We try to hold everything up to date and also serve and collaborate with the Index Fungorum and Species 2000 database s. Thanks to those which already sent us pdf-files, or scanned pages, and to the publishers that gave us copyright clearance (see list at the end of the table) !!! We have been refused copyright clearance by the publisher Springer and the journals Nova Hedwigia and Botany (former Can. J. Bot.), and thus we cannot provide pdf files of the respective papers. If authors wish to have their taxonomic papers available public, e.g. included in this website, we suggest that you choose journals with suitable policy (or maybe you can pay for an open access pdf file). It would be helpful for the scientific community if authors of names in the Glomeromycota seek copyright clearance and provide us with a pdf file, if this is possible. Go directly to the genera (alphabetically): Acaulospora Ambispora Archaeospora Diversispora Entropho spora Geosiphon Gigaspora Glomus Intraspora Otospora Pacispora Parag lomus Racocetra Scutellospora Colour coding in the following table: taxon in blue = link to description (pdf-file); green = opinion of C. Walker, not proved or formally published (potentially needs further studies) Glomeromycota Current name Basionyms, synonyms & additional comments Authorities Family Order Acaulospora back to top Trappe & Gerd. (1974)Acaulosporaceae Diversisporales Acaulospora alpina Oehl, Sykorova & Sieverd. (2006) Acaulosporaceae Diversisporales
丛枝菌根真菌在生态系统中的作用
丛枝菌根真菌（AMF）在生态系统中的作用 王信 （鲁东大学生命科学学院生物科学2009级02班) 【摘要】菌根是植物根系与特定的土壤真菌形成的共生体，有利于生态系统中养分循环，协助植物抵御不良环境胁迫。 现研究已发现它对生态系统的演替过程、物种多样性和生产力及被破坏生态系统的恢复与重建等都有十分重要的作用( 都江堰地区丛枝菌根真菌多样性与生态研究，Peter et al .，1988 ; van der Heijden et al . ，1998 ;Hartnett & Wilson ，1999;Klironomos et al . ，2000) 。AMF可促进植物的生长与发育，改善宿主的营养状况，增强其抗病性和抗不良环境的能力，而且在改良土壤结构、改善水土保持、防治环境污染、外来入侵种的入侵以及森林生态系统的维持和发展中具有重要意义。 一、引言 生物之间的共生是一种极为普遍的生命活动和生态现象。从生态学的角度出发“共生是不同种类生物成员在不同生活周期中重要组成部分的联合”（书，Margulis 1981)。1982年Golf 指出：共生包括各种不同程度的寄生、共生和共栖，这说明了生物间相对利害关系的动态变化，共生关系是生物之间最基本、最重要的相互关系。 自然界中，几乎所有的生物都不是独立生活的，而是普遍存在共生关系。例如，植物都能与一定种类的细菌、放线菌和真菌建立互惠共生关系，形成互惠共生体。其中我们把植物根系与一类土壤真菌形成的互惠共生体称做菌根。将参与菌根形成的真菌称为菌根真菌（mycorrhizal fungi)。 丛枝菌根（arbuscular mycorrhizas，AM）是球菌门真菌侵染植物根系形成的共生体，它是分布最广泛的一类菌根。丛枝菌根真菌（AMF）是一种普遍存在的共生真菌，它能够与80%以上的陆生植物形成共生体，许多植物对丛枝菌根真菌有高度的依赖性(文献，外来植物加拿大一枝黄花对入侵地丛枝菌根真菌的影响2009）。该类菌根以其在根系皮层细胞内形成“丛枝”结构而得名。除此之外，大多数该类真菌还能在根系皮层形成“泡囊”结构，少数则在土壤中产生类似泡囊的结构。 目前已经确知，菌根在生态系统养分循环及保护植物抵御不良环境胁迫中起关键作用（丛枝菌根(AM) 生物技术在现代农业体系中的生态意义，Barea JM ，Jeffries P. 1995. Arbuscular mycorrhizae in sustainablesoil plant systems. In :Varma A ，Hock B eds. Mycorrhiza Structure ，Function ，Molecular Biology and Biotechnoligy. Heidelberg :Springer2Verlag. 521～560），本文旨在介绍AM 生态意义及其在生产实践中的应用，讨论今后应用AM技术的潜力。 二、AMF多样性与生态环境的关系以及在植物生态系统中的调控作用。 1、AMF多样性与生态环境的关系 环境因子对AMF 多样性及其对植物根系的侵染能力有重要的影响( borges & Chaney ，1989 ;sanders，1990 ; Haugen & smith ，1992)。人类活动过程中往往使得生态系统受到破坏，并减少AMF 多样性( Smith ，1980 ; Dhillion et al . ，1988 ; Koomen et al .，1990 ; Weissenhornl & leyval ，1996 ) ; 同时其它生态因子如温度(Haugen & smith，1992 ) 、光照( Pearson et al. ，19 91 ) 、季节变化( Sanders ，1990) 等对AMF的多样性亦有不同程度的影响。 研究发现低温会使AMF的生存和发展受到抑制，主要表现为AMF种的数量、孢子密度
丛枝菌根实验方案
丛枝菌根实验方案 1.李晓林(1990)采用三室的试验装置，利用30μm的尼龙网将根与菌丝分开，建立了菌丝 际。该方法为研究菌丝及其菌丝际的生理生化变化提供了一条有用的途径。但是它仍然不能排除外界微生物及灌溉施肥等措施造成的影响，为了进一步研究菌丝的生理生化变化，必须建立一种无杂菌的菌丝际环境，将离体双重培养条件下形成共生体中的根与菌丝分离开来，使菌丝进入菌丝室，而将根阻止在菌根室中，不让二者混在一起，为深入研究菌根菌丝的生理生化特性提供新的技术和方法。 2.Glomus intraradices孢子较小，其直径为44μm一117μm，平均77μm，呈椭球形或 球形，颜色为淡黄色，其孢子的萌发是从联孢菌丝的断口处重新伸出菌丝(图4—1图版I一6)，而后再伸长、分枝，形成一个密集分枝的菌丝体。它的萌发不同于G．margarita 孢子和S．sinuosa孢子果的萌发。虽然较前两种孢子和孢子果的芽管数略少，但它仍具有很强的侵染潜力，可能同其具有很强的分枝能力有关。一旦萌发，菌丝的分枝速度很快。G．intraradices菌丝的分枝呈垂直方向。新生成的菌丝较联孢菌丝直径更细，对根段进行侵染会更容易。 3.菌根室中共生联合体的建立：将有机玻璃条用玻璃胶黏贴在直径为9cm的培养皿底部， 将培养皿分为两室，防止两室的培养基质进行营养交换。将30μm的尼龙网黏贴在有机玻璃条及培养皿壁，直至培养皿上盖，阻止根的进入(图4—2)。将转移RiT—DNA 胡萝卜根与萌发的G．intraradicesSchenck&Smith丛枝菌根真菌孢子，共同培养的室称为菌根室(MC)，而将菌丝穿过尼龙网进入的室称为菌丝室(HC)。图4—2培养皿中的两室试验装置将M培养基10mL倒入菌根室中，用于离体双重培养丛枝菌根真菌与转移RiT—DNA胡萝I-根。在菌丝室中：①倒入10mL的琼脂培养基质，其中含有NO3-N 或NH4-N(N的含量与M培养基中相同)，其pH分别为6．0或6．5，基质中含有0．6％溴甲酚紫作为指示剂；②倒入10mL不含蔗糖的M培养基，pH为5．5。在相应的菌根室中接种G．intraradices孢子。截取在M培养基上生长的转移RiT—DNA胡萝i-根的根尖5cm-7cm置于菌根室中，将萌发的孢子移入根旁空处，由于G．intraradices孢子直径小，每个培养皿移进30个孢子。将培养皿在27℃±1℃的恒温培养箱中黑暗培养。 4.菌根室中共生联合体生长状况：G．intraradices菌根真菌相似于G．margarita菌根真菌， 其生成的菌丝在与根相遇时入侵根段，在根细胞内形成丛枝。培养近一个月后，在培养基质中形成了大量的营养孢子及成熟的孢子(图4—3)。营养孢子的大小为4lμm-62μm，平均为49μm，而成熟孢子的大小范围是67μm一93μm，平均大小为78μm。
菌根真菌
菌根真菌 菌根真菌是自然界中一种能与植物形成共生体的特殊真菌，菌根现象发现于19世纪中期，近一个世纪以来关于菌根的研究不断深人。研究发现自然界中97%的植物都具有菌根。有菌根的植物是正常的，而没有菌根的植物则是异常的。[1,2]有些树木的根上如果没有足够的菌根，往往难以成活。许多兰科植物没有菌根不能正常地生长发育，甚至其种子没有菌根真菌的感染就不能正常发芽生长。 菌根真菌生活在活的植物根部，从中获取必需的碳水化合物和其他的一些物质，但同时又向植物的根系提供植物生长所需的营养物质、酶类和水分，是一种相互有利的共生关系。[3]不同的菌根真菌对于不同的植物而言所起的作用也是不同的，一些真菌对某种植物来说是共生的，有利的，而对另一种植物则有可能是是严重致病性的，如假蜜环菌属和丝核菌属的真菌对兰科植物是共生菌根真菌，而对许多木本植物又是严重的致病菌。 1989 年, Harley 根据参与共生的真菌和植物种类及它们形成共生体系的特点, 将菌根分为7 种类型, 即丛枝菌根、外生菌根、内外菌根、浆果鹃类菌根、水晶兰类菌根、欧石楠类菌根和兰科菌根。 早在1900 年, 人们就知道分布最广、与农业生产关系最为密切的是内生菌根真菌, 内生菌根真菌在根的表面不形成菌套，菌丝多数侵人到根的皮层组织内部，但在细胞间隙不形成哈蒂氏网，
（哈蒂氏网和君套是外生菌根形成的标志）菌丝穿入皮层细胞内部形成各种吸器。根据内生菌根真菌的菌丝体在细胞内形成吸器结构的不同，内生菌根又可分①泡囊丛枝菌根(V A菌根)。菌根的菌丝胞间无隔膜，胞内菌丝呈泡囊状或丛枝状。故也称其为丛枝菌根（AM）形成这种菌根的真菌属于接合菌亚门内囊霉目，V A菌根是最普遍的一种类型。V A菌根植物的生长取决于真菌对共生植物提供的营养物质。此类菌根真菌可以利用土壤中的磷及其他元素，同时V A菌根对豆科植物的根瘤生长发育有促进作用，亦能促进非豆科植物固氮菌的生长发育，并具有防病菌及线虫侵染的作用。V A菌根可以应用于草原、砂荒废地的造林，尤其是接种V A菌根的豆科或非豆科固氮树种造林效果更佳。[3] ②杜鹃类菌根。菌根的菌丝有隔膜，胞内菌丝呈圈状。形成这种菌根的真菌有盘菌属、菌根丝菌属和珊瑚菌属。此类菌根主要发生在杜鹃花科几个属植物的营养根上。有此类菌根的植物可以更有效地吸收利用碳、磷、氮等元素，并可吸收利用重金属元素，使得这类植物具有抗重金属的特性，这对工矿污染地区的造林具有很大的实际意义。 ③兰科菌根。菌根的菌丝有隔膜，胞内菌丝呈结状或圈状。这类菌根的真菌多数是半知菌中的丝核菌属和担子菌中的约10属近百种。所有此类菌根菌丝都是来自附近活树根上、伐木桩上、腐木或枯枝落叶腐殖层。它们在同兰科植物形成菌根的同时，又在
丛枝菌根真菌生态学功能
从枝菌根真菌在陆地生态系统中的作用 姓名：蒋胜竞 专业：兰州大学植物学
从枝菌根真菌在陆地生态系统中的作用 生态系统主要强调生物界与非生物界的物质循环和能量流动，而AMF是在生态系统是介于生物界和非生物界的枢纽位置，它可以促进植物的营养吸收，因此，AMF在生态系统中有着很重要的作用。AMF可与陆地上大部分植物形成共生体，通过菌丝与植物发生相互作用。目前，对AMF的生态学研究大多集中在生物个体水平上，比如植物的生理，生长和繁殖。然而，在生态系统水平上AMF的重要性确没有太多的报道。AMF在生态系统研究中的一个难点就是很难去量化其物质的转移和能量的流动，也没有一种可行的方法去检测AMF 在生态系统中的生物量。在生态系统模式甚至是土壤C循环的模式中都没有AMF的存在，我觉得这是不够完善的，因为每公顷土壤中AMF菌丝的C大约会有50-900Kg。 AMF的存在会通过影响植物的群落结构、土壤微生物的群落结构、植物的生理特性以及土壤有机质来影响生态系统，这四个过程是彼此独立且又相互联系的，比如AMF所引起的植物群落结构的变化也会引起地下微生物群落的变化。现在我就分别具体地介绍下着四个途径。 1 AMF可以通过影响植物群落的组成从而间接的影响生态系统 一些报道已经证实了AMF的存在和群落结构会对植物的群落结构产生强烈的影响，AMF 对植物群落的影响有积极的也有消极的，其对植物多样性的影响主要在于其菌根依赖性的植物在植物群落中有什么样的生态位。比如，在植物群落中如果优势物种是高菌根依赖性的，那么当菌根真菌消失时，就会增加植物群落的多样性。此外，AMF的存在也会改变植物间的相互竞争作用。在植物生态中，关于植物群落的特性对生态系统所产生的影响有很多的数据和理论框架，比如植物的群落结构可以影响生态系统中的营养结构及对资源的利用。然而对于AMF所介导的植物群落的变化所引起生态过程的变化这方面一直缺乏实验性数据。AMF 和植物的群落结构是相互独立的两个个体，但在自然界中却是有着共同变化趋势的，因此，很难区分生态过程中的一些变化是由于AMF造成的还是由于植物群落结构造成的。 2AMF可以通过改变土壤微生物的群落结构来影响生态系统过程 AMF可以通过影响植物群落结构的变化来间接的改变地下微生物群落结构，然而在这里我会集中介绍AMF在个体水平上对微生物群落的直接影响。尽管我们对AMF相结合的微生物生态还只是初级阶段，但AMF的存在可以改变植物根际土壤和菌根根际土壤的微生
丛枝菌根
菌根分类 AM:丛枝菌根（苔藓、蕨类、裸子、被子） ECM:外生菌根（蕨类、裸子、被子） EM：内生菌根 EEM:内外兼生菌根（裸子、被子） ARM:浆果鹃类菌根 MM:水晶兰类菌根 ERM:欧石楠类菌根 OM:兰科菌根 结构 AM真菌包括；菌丝、丛枝、泡囊、辅助细胞、孢子和孢子果等结构 1）菌丝(Hyphae) 任何一种菌根都由植物根系、两个相关的菌丝系统三部分组成，其中菌丝系统一个是分布于土壤中的，另一个是分布于根系内的。AM真菌中，分布于土壤中的菌丝称为外生菌丝或根外菌丝，通常呈网状结构，有时形成二分叉吸收结构。根外菌丝从形态上又可分为两种：厚壁菌丝和薄壁菌丝。根外菌丝对损伤的愈合能力较强。在较粗的根外菌丝上可以产生大量的休眠孢子。分布于根系内的菌丝称为内生菌丝或根内菌丝。内生菌丝又可分为胞间菌丝和胞内菌丝。胞间菌丝是在皮层薄壁管胞中间由圈状菌丝或由侵入菌丝分叉直接形成。 （2）丛枝(Arbuscule) AM真菌侵入宿主植物根系皮层细胞内，经过连续二叉分枝生长形成树枝状或花椰菜状结构，即丛枝。丛枝是AM真菌最重要的结构，它是AM真菌侵染宿主植物根细胞组织内部进一步延伸的端点，被认为是宿主植物与AM真菌进行物质和能量交换的优势位点或主要场所。 （3）泡囊(Vesicle) 泡囊是由根内菌丝顶端膨大而形成的球形、棒形、圆柱形、椭圆形或不规则形结构，可在根系皮层细胞内或细胞间生长发育。并非所有的AM真菌都产生泡囊，如巨孢囊霉属和盾巨孢囊霉属的真菌则不再根内产生泡囊。关于泡囊的功能有两种观点：一种认为它是繁殖器官；另一种则认为它是储藏器官。 （4）辅助细胞(Auxiliary cell) 辅助细胞是巨孢囊霉真菌所特有的结构，这个科的真菌不在根系皮层细胞内或间隙产生泡囊。巨孢囊霉科菌根真菌的繁殖体萌发而尚未侵染寄主根系的过程中，及侵入根系后，菌丝在根外分叉，末段隆起、膨大形成辅助细胞（根外泡囊）。巨孢囊霉科的根外辅助细胞与球囊霉科和无梗囊霉科的根内泡囊一样，被认为是储存营养的器官。但研究表明球囊霉的泡囊可以作为繁殖体，而巨孢囊霉科在建立菌根共生体后，产生的根外辅助细胞是否具有同样的功能还不清楚。 （5）孢子和孢子果(Spore and sporocarp)